—

isolement physique de tout autre matériel (végétal, organisme nuisible), y compris la prise en compte du contrôle des végétaux dans l'environnement proche,

—

désignation d'une personne de contact, responsable des activités,

—

accès des locaux et des installations, et de l'environnement proche réservé, le cas échéant, au personnel désigné,

—

identification appropriée des locaux et des installations indiquant le type d'activités et le personnel responsable,

—

tenue d'un registre des activités réalisées et d'un manuel de procédures d'opérations incluant les procédures en cas de fuite d'organismes nuisibles hors du confinement,

—

systèmes de sécurité et alarmes appropriés,

—

mesures de contrôle appropriées pour empêcher l'introduction des organismes nuisibles dans les locaux et leur propagation,

—

procédures de contrôle pour l'échantillonnage et pour le transfert du matériel entre des locaux et des installations,

—

contrôle de l'élimination des déchets, du sol et des eaux, si nécessaire,

—

procédures et installations de désinfection et d'hygiène appropriées, pour le personnel et l'équipement,

—

mesures et installations appropriées pour l'élimination du matériel d'expérimentation,

—

installations et procédures d'indexage (y compris les tests) appropriées,

—

conservation dans des installations avec chambre séparée (double porte) d'accès du personnel,

—

conservation sous pression d'air négative,

—

conservation dans les conteneurs réalisés dans un matériau d'un diamètre de maille approprié empêchant toute fuite, et avec d'autres barrières, comme des barrages liquides pour acariens, des conteneurs de sol fermés pour nématodes, des pièges électriques pour insectes,

—

conservation en isolement d'autres organismes nuisibles et matériels, par exemple d’aliment végétal virulifère, de matériel hôte,

—

conservation du matériel d'élevage dans des cages d'élevage, avec des dispositifs de manipulation,

—

pas de croisement des organismes nuisibles avec des souches ou espèces indigènes,

—

éviter de placer les organismes nuisibles en culture en continu,

—

conservation dans des conditions propres à maîtriser rigoureusement la multiplication de l'organisme nuisible, par exemple dans des conditions d'environnement inhibant la diapause,

—

conservation de manière à ce qu'aucune dispersion par propagule n'ait lieu; les courants d'air, par exemple, devront être évités,

—

procédures pour vérifier que les cultures ou les élevages d'organismes nuisibles sont libres de parasites ou autres organismes nuisibles,

—

programme de lutte approprié pour le matériel de façon à supprimer les vecteurs potentiels,

—

pour les activités in vitro, manipulation du matériel en conditions stériles: équipement du laboratoire permettant de réaliser des procédures aseptiques,

—

conservation des organismes nuisibles disséminés par des vecteurs de telle façon qu'il n'y ait pas de dissémination par le vecteur, par exemple par contrôle du diamètre des mailles et confinement du sol,

—

isolation saisonnière afin d'assurer que les activités aient lieu pendant les périodes de moindre risque phytosanitaire.

a)

Citrus greening bacterium;

b)

Citrus variegated chlorosis;

c)

Citrus mosaic virus;

d)

Virus de la tristeza (tous isolats) [Citrus triteza virus];

e)

Citrus vein enation woody gall;

f)

Léprose [Leprosis];

g)

Psorose dispersée naturellement [Naturally spreading prorosis];

h)

Phoma tracheiphila (Petri) Kanchaveli & Gikashvili;

i)

Satsuma dwarf virus;

j)

Siroplasma citri Saglio et al;

k)

Tatter leaf virus;

l)

Witches' broom (MLO);

m)

Xanthomonas campestris (Pamnel) Dowson (toutes les souches pathogènes aux Citrus);

a)

Arabis mosaic virus;

b)

Raspberry ringspot virus;

c)

Strawberry crinkle virus;

d)

Strawberry latent «C» virus;

e)

Strawberry latent ringspot virus;

f)

Strawberry mild yellow edge virus;

g)

Strawberry vein banding virus;

h)

Strawberry witches' broom mycoplasm;

i)

Tomato black ring virus;

j)

Tomato ringspot virus;

k)

Colletotrichum acutatum Simmonds;

l)

Phytophthora fragariae Hickman var fragariae Wilcox & Duncan;

m)

Xanthomonas fragariae Kennedy & King;

i)

lorsque le matériel végétal provient d'un pays non reconnu indemne des organismes nuisibles considérés, les tests sont effectués à l'aide de méthodes de laboratoire appropriées et, le cas échéant, de végétaux indicateurs en vue de dépister:

et

ii)

quel que soit le pays d'origine du matériel végétal, les tests sont effectués à l'aide de méthodes de laboratoire appropriées et, le cas échéant, de végétaux indicateurs, en vue de dépister au moins les organismes nuisibles suivants:

i)

lorsque le matériel végétal provient d'un pays non reconnu indemne des organismes nuisibles considérés, les tests sont effectués à l'aide de méthodes de laboratoire appropriées et, le cas échéant, de végétaux indicateurs en vue de dépister:

et

ii)

quel que soit le pays d'origine du matériel végétal, les tests sont effectués à l'aide de méthodes de laboratoire et, le cas échéant, de végétaux indicateurs appropriés, en vue de dépister au moins les organismes nuisibles suivants:

a)

Erwinia amylovora (Burr.) Winsl. et al.;

b)

Pear decline mycoplasm.

i)

Maladie d'Ajinashika

Les tests sont effectués à l'aide d'une méthode de laboratoire appropriée. En cas de résultat négatif, le matériel végétal est indexé sur le cépage Koshu et gardé en observation pendant au moins deux cycles de végétation;

ii)

Grapevine stunt virus

Les tests sont effectués à l'aide de végétaux indicateurs appropriés, et notamment du cépage Campbell Early, l'observation durant un an;

iii)

Summer mottle

Les tests sont effectués à l'aide de végétaux indicateurs appropriés, et notamment des cépages Sideritis, Cabernet-Franc et Mission;

a)

Blueberry leaf mottle virus;

b)

Mycoplasme de la flavescence dorée et autres jaunisses de la vigne;

c)

Peach rosette mosaic virus;

d)

Tobacco ringspot virus;

e)

Tomato ringspot virus (souche «yellow vein» et autres souches);

f)

Xylella fastidiosa (Well & Raju);

g)

Xylophilus ampelinus (Panagopoulos) Willems et al.;

a)

Clavibacter michiganensis (Smith) Davis et al. ssp. sepedonicus (Spieckermann et Kotthoff) Davis et al.;

b)

Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al.;

a)

Andean potato latent virus;

b)

potato black ringspot virus;

c)

potato spindle tuber viroid;

d)

potato yellowing alphamovirus;

e)

potato virus T;

f)

Andean potato mottle virus;

g)

virus communs de la pomme de terre A, M, S, V, X et Y (y compris Yo, Yn et Yc) et virus de l'enroulement.

1)

Pour les tubercules, tester le talon de chaque tubercule. Chaque échantillon comprend normalement environ 200 tubercules. Cependant, la procédure peut s'appliquer à des échantillons de moins de 200 tubercules.

2)

Pour les plantules et les boutures, y compris les micro-plants, tester les sections les plus basses de la tige et, si nécessaire, les racines, pour chaque unité du matériel végétal.

3)

Il est recommandé de tester la descendance des tubercules ou la base des tiges dans le cas d'espèces sans tubercules au terme d'un cycle normal de végétation après le test visé aux points 1 et 2.

4)

Pour le matériel visé au point 1, la méthode permettant de détecter le Clavibacter michiganensis (Smith) Davis et al. ssp. sepedonicus (Spieckermann et Kotthoff) Davis et al. est la méthode définie à l'annexe I de la directive 93/85/CEE du Conseil (1). Pour le matériel visé au point 2, il est possible d'appliquer cette méthode.

5)

Pour le matériel visé au point 1, la méthode permettant de détecter le Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al. est le programme de test défini dans l'annexe II de la directive 98/57/CE du Conseil (2). Pour le matériel visé au point 2, il est possible d'appliquer cette méthode.

1)

Le test du matériel végétal (tubercules, plantules et boutures, y compris les micro-plants) comprend au minimum un test sérologique, effectué à la floraison ou peu avant, pour chacun des organismes nuisibles spécifiés dans la liste des organismes nuisibles autres que le potato spindle tuber viroid, suivi d'un test biologique pour les matériels dont le test sérologique s'est révélé négatif. Pour le virus de l'enroulement, il convient de réaliser deux tests sérologiques.

2)

Le test des semences comprend au minimum un test sérologique ou un test biologique si un test sérologique n'est pas possible. Il est fortement recommandé de procéder à un second test sur une certaine proportion des échantillons négatifs et d'effectuer un test utilisant une autre méthode en cas de résultats limites.

3)

Les tests sérologique et biologique visés aux points 1 et 2 sont effectués sur des végétaux cultivés en serre, sur des échantillons prélevés à au moins deux endroits sur chaque tige, à savoir une jeune foliole pleinement développée en haut de la tige et une foliole plus âgée à mi-hauteur; chaque tige est échantillonnée à cause de la possibilité d'une infection non systémique. Dans le cas d'un test sérologique, il ne sera pas procédé à un mélange des folioles prélevées sur différents végétaux, sauf si le taux de groupage a été validé pour la méthode utilisée; les folioles prélevées sur chaque tige peuvent cependant être groupées pour constituer l'échantillon du végétal. Dans le cas d'un test biologique, il est possible de mélanger jusqu'à cinq végétaux au maximum avec inoculation d'un minimum de végétaux indicateurs identiques.

4)

Les végétaux indicateurs appropriés pour le test biologique visé aux points 1 et 2 sont ceux de la liste établie par l'Organisation européenne et méditerranéenne pour la protection des plantes (OEPP) ou tout autre végétal indicateur officiellement agréé, réputé dépister les virus.

5)

Seul le matériel végétal qui a été directement testé est mis en circulation après quarantaine. En cas d'indexage des yeux, seule la descendance des yeux testés peut être mise en circulation. Le tubercule ne doit pas être mis en circulation à cause des risques liés à une éventuelle infection non systémique,

1)

Pour tout matériel végétal, les tests portent sur des végétaux cultivés en serre, dès qu'ils sont bien formés, mais avant la floraison et la production de pollen. Les tests sur des germes de tubercule/végétaux cultivés in vitro/petits plants ne sont considérés que comme des tests préliminaires.

2)

Les échantillons sont prélevés sur une foliole pleinement développée au sommet de chaque tige du végétal.

3)

Tous les matériels végétaux destinés à être testés sont cultivés à une température qui ne doit pas être inférieure à 18 °C (de préférence supérieure à 20 °C) et bénéficient d'une photopériode d'au moins seize heures.

4)

Les tests sont effectués à l'aide de sondes cADN ou ARN radioactives ou non radioactives, par la méthode R-PAGE (avec coloration à l'argent), ou par RT-PCR.

5)

Le taux de groupage maximal pour les sondes et la méthode R-PAGE est de 5. L'utilisation de ce taux ou de taux supérieurs doit être validée.