Article premier

Objet

Le présent règlement établit des mesures visant à éradiquer Synchytrium endobioticum (Schilbersky) Percival et à prévenir sa propagation sur le territoire de l’Union.

Article 2

Définitions

Aux fins du présent règlement, on entend par:

1)	«organisme nuisible spécifié», Synchytrium endobioticum (Schilbersky) Percival;

2)	«végétaux spécifiés», les plantes de Solanum tuberosum L., à l’exception des semences.

Article 3

Enquêtes et tests de laboratoire concernant l’organisme nuisible spécifié

Article 4

Désignation des sites de production infestés et des végétaux spécifiés infectés

1.	Les autorités compétentes déclarent un site de production infesté par l’organisme nuisible spécifié lorsque la présence de cet organisme nuisible sur ce site a été officiellement confirmée par les analyses visées à l’article 3, paragraphe 2.

2.	Les végétaux spécifiés cultivés sur un site de production déclaré infesté par l’organisme nuisible spécifié ou qui ont été en contact avec un sol dans lequel cet organisme nuisible a été détecté sont officiellement déclarés infectés.

Article 5

Établissement de zones délimitées

Article 6

Mesures d’éradication

Article 7

Variétés de pommes de terre résistantes aux pathotypes de l’organisme nuisible spécifié

Article 8

Notification de la présence confirmée de l’organisme nuisible spécifié sur une variété de pommes de terre résistante

Article 9

Révocation des mesures

Article 10

Entrée en vigueur

Le présent règlement entre en vigueur le troisième jour suivant celui de sa publication au Journal officiel de l’Union européenne.

ANNEXE I

Méthodes de test pour la détection et l’identification de l’organisme nuisible spécifié visé à l’article 3, paragraphe 2

1.   Tests au moyen de spores

Pour la détection et l’identification, des sporanges d’été et des spores dormantes sont utilisés. Ils sont obtenus à partir du sol après tamisage ou directement à partir du matériel végétal.

2.   Méthodes de détection

Pour l’extraction de spores de l’organisme nuisible spécifié dans le sol, l’une des méthodes suivantes est utilisée:

a)	méthode de tamisage du sol, telle que décrite par Pratt (1976) (1);

b)	méthode de tamisage du sol, telle que décrite par van Leeuwen et al. (2005) (2);

c)	technique de centrifugation zonale pour le traitement d’échantillons à haut débit, telle que décrite par Wander et al. (2007) (3).

3.   Méthodes d’identification

Après extraction, les spores de l’organisme nuisible spécifié sont identifiées par l’une des méthodes suivantes:

a)	identification morphologique à l’aide d’un microscope optique à un grossissement de x 100 à x 400.

b)	test PCR classique à l’aide d’amorces fondé sur Lévesque et al. (2001) (4) et van den Boogert et al. (2005) (5);

c)	test PCR en temps réel à l’aide d’amorces et de sondes fondé sur van Gent-Pelzer et al. (2010) (6);

d)	test PCR en temps réel à l’aide d’amorces et de sondes fondé sur Smith et al. (2014) (7).

4.   Viabilité des spores dormantes

La viabilité des spores dormantes peut être déterminée par examen microscopique ou par un test biologique. La viabilité des sporanges peut être déterminée par examen microscopique des sporanges montés dans le lactophénol ou dans l’eau (Przetakiewicz 2015) (8). Les sporanges contenant des granules ou un protoplasme légèrement arrondi peuvent être considérés comme viables. Ceux qui sont plasmolysés de façon permanente ou sans contenu apparent sont considérés comme morts.

À titre de solution de remplacement, ou en cas de doute, un test biologique, tel que décrit à l’annexe IV, point 3, peut être effectué.

5.   Détermination des pathotypes

La détermination des pathotypes nécessite des galles fraîches.

L’inoculum du test est obtenu par l’une des méthodes suivantes:

a)

la méthode du SASA (Science and Advice for Scottish Agriculture – Institut de science et de conseil pour l’agriculture écossaise), qui consiste en deux étapes: i) production d’inoculum L’ancien tissu de galle (brun) est fractionné en morceaux plus petits et séché à l’air à température ambiante jusqu’à ce qu’il devienne dur. Ce tissu dur est broyé, soit manuellement soit mécaniquement. Le matériau broyé est tamisé à sec, recueillant la fraction de 25 à 75 μm, puis extrait à l’aide de la méthode chloroforme de Pratt (1976)1; ii) production de galles fraîches Environ 10 mg de spores dormantes extraites sont ajoutés à la surface de 10 ml d’eau distillée stérile dans une petite boîte de Petri en plastique et incubés dans l’obscurité à 20 °C jusqu’à la germination. Les tubercules de pommes de terre à petits germes d’une longueur d’environ 1 à 2 mm sont placés dans des boîtes en plastique transparentes, revêtues intérieurement de papier absorbant humide, les germes marqués étant orientés vers le haut. À l’aide d’une seringue, de la vaseline fondue est disposée en cercle autour des germes. Les cercles doivent être continus et suffisamment élevés pour retenir la suspension de spores sans qu’il y ait de fuite. Les 10 ml de spores dormantes en germination sont à nouveau dilués dans 20 ml d’eau stérile supplémentaire et placés à l’intérieur des cercles à l’aide d’une pipette ou d’un flacon souple jusqu’à ce que les germes soient complètement immergés dans des suspensions de spores. Les boîtes en plastique sont recouvertes de couvercles et incubées pendant 4 jours à une température de 10 °C, après quoi elles sont ouvertes, l’inoculum et les cercles de vaseline sont retirés et les boîtes sont déplacées vers une serre embuée à une température de 15 à 18 °C (16 heures de lumière);

b)	la méthode de Spiekermann & Kothoff (1924) (9);

c)	la méthode de Potoček et al. (1991) (10);

d)	la méthode de Glynne-Lemmerzahl (Glynne 1925 (11); Lemmerzahl 1930 (12); Noble et Glynne 1970 (13)).

Pour déterminer tous les pathotypes réputés pertinents pour l’Union [1(D1), 2(G1), 6(O1), 18(T1) et 38(Nevşehir)], un test d’infection différentielle avec différentes variétés du végétal spécifié est utilisé comme indiqué dans le tableau. Le test d’infection est effectué conformément au protocole mentionné au point d) (méthode de Glynne-Lemmerzahl).

Sensibilité sélective des cultivars de pomme de terre pour la détermination des pathotypes de S. endobioticum

Cultivar	Pathotypes de S. endobioticum
	1(D1)	2(G1)	6(O1)	18(T1)	38(Nevşehir)
Tomensa/Evora/Deodara	S	S	S	S	S
Irga/Producent	R	S	S	S	S
Talent	R	R*	R*	S	S
Saphir	R	S	R	R	S
Ikar/Gawin/Karolin/Belita	R	R	R	R	R
«S» Sensible «R» Résistante *: indique une faible sensibilité de la variété à S. endobioticum («présence de champs de sores non nécrotiques sans formation de galles»).

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(1)  Pratt, MA. 1976. A wet-sieving and flotation technique for the detection of resting sporangia of Synchytrium endobioticum in soil. Annals of Applied Biology 82: 21 – 29.

(2)  van Leeuwen GCM, Wander JGN, Lamers J, Meffert JP, van den Boogert PHJF, Baayen RP. 2005. Direct examination of soil for sporangia of Synchytrium endobioticum using chloroform, calcium chloride and zinc sulphate as extraction reagents. EPPO Bulletin 35: 25 – 31.

(3)  Wander JGN, van den Berg W, van den Boogert PHJF, Lamers JG, van Leeuwen GCM, Hendrickx G, Bonants P, 2007. A novel technique using the Hendrickx centrifuge for extracting winter sporangia of Synchytrium endobioticum from soil. European Journal of Plant Pathology 119: 165 – 174.

(4)  Lévesque CA, de Jong SN, Ward LJ & de Boer SH (2001) Molecular phylogeny and detection of Synchytrium endobioticum, the causal agent of potato wart. Canadian Journal of Plant Pathology 23: 200–201.

(5)  Van den Boogert PHJF, van Gent-Pelzer MPE, Bonants PJM, de Boer SH, Wander JGN, Lévesque CA, van Leeuwen GCM, Baayen RP. 2005. Development of PCR-based detection methods for the quarantine phytopathogen Synchytrium endobioticum, causal agent of potato wart disease. European Journal of Plant Pathology 113: 47 – 57.

(6)  Van Gent-Pelzer MPE, Krijger M, Bonants PJM. 2010. Improved real-time PCR assay for the detection of the quarantine potato pathogen, Synchytrium endobioticum, in zonal centrifuge extracts from soil and in plants. European Journal of Plant Pathology 126: 129 – 133.

(7)  Smith DS, Rocheleau H, Chapados JT, Abbott C, Ribero S, Redhead SA, Lévesque CA, De Boer SH. 2014. Phylogeny of the genus Synchytrium and the development of TaqMan PCR assay for sensitive detection of Synchytrium endobioticum in soil. Phytopathology 104: 422 – 432.

(8)  Przetakiewicz, J. 2015. The Viability of Winter Sporangia of Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. From Poland. American Journal of Potato Research 92:704-708.

(9)  Spieckermann A, Kothoff P. 1924. Testing potatoes for wart resistance. Deutsche Landwirtschaftliche Presse 51: 114 – 115.

(10)  Potoček J, Krajíčková K, Klabzubová S, Krejcar Z, Hnízdil M, Novák F, Perlová V. 1991. Identification of new Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. pathotypes in Czech Republic. Ochrana Rostlin 27: 191 – 205.

(11)  Glynne MD. 1925. Infection experiments with wart disease of potatoes. Synchytrium endobioticum. Annals of Applied Biology 12: 34 – 60.

(12)  Lemmerzahl J. 1930. A new simplified method for inoculation of potato cultivars to test for wart resistance. Züchter 2: 288 – 297.

(13)  Noble M, Glynne MD. 1970. Wart disease of potatoes. FAO Plant Protection Bulletin 18: 125 – 135.

ANNEXE II

Modèle d’enquête prévu à l’article 3

Modèle pour la présentation des résultats de l’enquête sur la galle verruqueuse à partir de la récolte de pommes de terre de l’année précédant l’année de référence.

Veuillez utiliser ce tableau uniquement pour les résultats de l’enquête concernant les pommes de terre récoltées dans votre pays.

État membre ou zone

Catégorie de pommes de terre

Surface de culture totale (ha)

Inspection visuelle des tubercules

Analyses de laboratoire

Autres informations

Nombre d’échantillons

Nombre de lots

Taille de l’échantillon

Période d’échantillonnage

Nombre de suspects

Nombre d’échantillons

Taille des échantillons

Type de test

Nombre de positifs

Échantillons

Lots

Échantillons

Lots

Pommes de terre destinées à la production de tubercules aux fins de la plantation

De conservation et de transformation

Autre (1) (veuillez préciser)

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(1)  Pour les pays ayant enregistré des foyers, il pourrait être utile, par exemple, d’indiquer, ailleurs que dans les études générales, la quantité d’échantillons utilisée pour enquêter sur les foyers ou en assurer le suivi.

ANNEXE III

Protocole pour l’évaluation de la résistance d’une variété conformément à l’article 7, paragraphe 2

Le protocole pour l’évaluation de la résistance d’une variété comprend les étapes suivantes:

1)	un minimum de 40 tubercules ou fragments comportant un œil de chaque variété du végétal spécifié sont analysés. Ils sont divisés en deux groupes (échantillons);

2)	la durée du test est généralement de deux ans. Ce n’est que dans le cas où une variété se révèle extrêmement sensible à un pathotype de l’organisme nuisible spécifié que la durée du test peut être réduite à un an;

3)	avant le début d’une période de test, la pureté de l’inoculum est testée selon les méthodes décrites à l’annexe I.

4)	un témoin positif, sous la forme d’une variété du végétal spécifié, qui est extrêmement sensible au pathotype de l’organisme nuisible spécifié à tester, est toujours inclus dans le test;

5)

l’une des méthodes d’analyse suivantes est utilisée: i) la méthode de Glynne-Lemmerzahl (Glynne 1925, Lemmerzahl 1930, Noble & Glynne 1970); ii) la méthode de Spieckermann (Spieckermann & Kothoff 1924); ou iii) la méthode du SASA (Science and Advice for Scottish Agriculture – Institut de science et de conseil pour l’agriculture écossaise), qui se compose des étapes suivantes: — préparation du tubercule: les tubercules sont retirés de l’entrepôt frigorifique environ 10 jours avant l’inoculation prévue, rincés en douceur, séchés et stockés dans l’obscurité à température ambiante pour provoquer la germination. Une variété très sensible («Morene» ou une variété présentant une sensibilité comparable) est incluse dans chaque inoculation pour servir de témoin positif; — germination des spores dormantes: les conditions pour provoquer la germination des spores dormantes sont fixées 21 jours avant l’inoculation. Environ 10 mg de spores extraites sont ajoutés à la surface de 10 ml d’eau distillée stérile dans des petites boîtes de Petri en plastique et incubés dans l’obscurité à 20 °C jusqu’à la germination. Le contenu de chaque boîte de Petri est dilué dans 10 ml d’eau distillée stérile supplémentaire pour l’inoculation; — inoculation et incubation des germes: lorsque les germes atteignent une longueur de 1 mm, de la vaseline fondue est disposée en cercle autour d’eux. Les cercles de vaseline doivent être continus pour retenir la suspension de spores sans qu’il y ait de fuite et suffisamment élevés pour que la suspension recouvre les germes. Un seul germe ou un seul groupe de germes est entouré de vaseline sur chaque tubercule. Les tubercules sont placés dans des boîtes en plastique, tapissées de papier absorbant humide, les germes entourés de vaseline étant orientés vers le haut. Les cercles de vaseline sont remplis d’une suspension de spores à l’aide d’une pipette ou d’un flacon souple jusqu’à ce que les germes soient complètement immergés. Les boîtes en plastique sont recouvertes de couvercles et incubées pendant 4 jours à une température de 10 °C dans l’obscurité, après quoi les cercles de vaseline sont retirés et les boîtes sont placées ouvertes dans une serre à une température de 15-18 °C avec brumisation périodique (trois fois par jour pendant 30 minutes). Si l’infection a échoué, par exemple parce que le germe a pourri ou ne s’est pas développé, le tubercule peut être à nouveau testé à l’aide d’un autre germe; — évaluation: les germes sont soumis à un examen de dépistage de l’infection 28 jours après l’inoculation, à l’aide d’un stéréomicroscope avec un grossissement de x 10 à x 15 et d’un microscope optique. Des réactions notées 4 ou 5, comme indiqué dans le tableau, sont observées sur le témoin positif sur au moins 80 % des tubercules. Au moins un tubercule présente une note de 5;

6)	tous les tubercules sont évalués et obtiennent une note de résistance allant de 1 à 5, comme indiqué dans le tableau;

7)

chaque variété testée est placée dans un groupe de résistance («hautement résistante», «résistante», «peu sensible» ou «extrêmement sensible»), en fonction de l’échelle de notes observée au sein de la population respective de tubercules ou de fragments comportant un œil testés: i) une variété est considérée comme «hautement résistante» si tous les tubercules de tous les échantillons ont une note de 1; ii) une variété est considérée comme «résistante» si tous les tubercules de tous les échantillons ont une note comprise entre 1 et 3; iii) une variété est considérée comme «peu sensible» si un ou plusieurs tubercules obtiennent une note de 4 (si seul un tubercule obtient une note de 4, le test peut être répété, afin d’exclure toute impureté dans le lot variétal); iv) une variété est considérée comme «extrêmement sensible» si au moins un tubercule d’un échantillon obtient une note de 5. Notations standard pour les populations testées de pommes de terre Note standard Groupe de résistance Description de la résistance Description 1 R1 Extrêmement résistante Nécrose de défense précoce; pas de formation de sores visibles. 2 R1 Résistante Nécrose de défense tardive; formation de sores partiellement visibles; sores immatures ou nécrotiques avant maturité. 3 R2 Peu résistante Nécrose de défense très tardive; un seul sore mature ou des champs de sores se sont développés mais sont complètement entourés d’une nécrose; jusqu’à cinq sores d’été non nécrotiques autorisés, nécrose claire dans d’autres zones du même tubercule. Pas de formation de galles ou de spores dormantes. Pour choisir entre les groupes 3 et 4, il peut être nécessaire de préparer de fines lames de tissu infecté: s’il n’y a pas de spores dormantes, la note est de 3. 4 S1 Peu sensible Infections éparses; champs de sores non nécrotiques, peu nombreux; une nécrose tardive peut être présente sur d’autres sites d’infection sur le germe; le germe peut être légèrement malformé (épaissi). Des sporanges dormants (d’hiver) sont présents. Pour choisir entre les groupes 3 et 4, il peut être nécessaire de préparer de fines lames de tissu infecté: si des spores dormantes sont présentes, la note est de 4. 5 S2 Extrêmement sensible Champs d’infection denses, nombreux champs de sores et sores non nécrotiques matures, champs avec des sites d’infection non nécrotique denses, formation de galle prédominante.

ANNEXE IV

Conditions de révocation des mesures visées à l’article 9

1.   Conditions de révocation des mesures

1.1.

Au terme d’un délai minimal de 50 ans à compter de la dernière détection de l’organisme nuisible spécifié, s’il existe un registre ininterrompu des cultures dans la zone infestée montrant que les dispositions de l’article 6, paragraphes 2 et 3, ont été respectées pendant toutes ces années et que la zone infestée n’a pas été utilisée comme prairie permanente.

1.2.

Au terme d’un délai minimal de 20 ans à compter de la dernière détection de l’organisme nuisible spécifié, s’il existe un registre ininterrompu des cultures montrant que les dispositions de l’article 6, paragraphes 2 et 3, ont été respectées pendant toutes ces années et que la zone infestée n’a pas été utilisée comme prairie permanente; et — si aucun signe d’infection par l’organisme nuisible spécifié n’a été découvert lors de deux tests biologiques (décrits au point 3) portant sur des cultivars de pomme de terre sensibles; ou — si aucun signe d’infection par l’organisme nuisible spécifié n’a été découvert lors d’un test biologique (décrit au point 3) portant sur des cultivars de pomme de terre sensibles et si aucune spore dormante viable n’a été détectée lors d’un examen direct au microscope du sol de la zone infestée à la suite d’une extraction de spores selon l’une des méthodes prévues au point 2 de l’annexe I. La procédure à utiliser pour l’obtention du sol en vue du test comprend toutes les étapes suivantes: — la zone infestée est divisée en unités de 0,33 ha chacune; — 60 sous-échantillons sont prélevés dans chaque unité à une profondeur de 20 cm et uniformément répartis dans l’ensemble de la zone ou regroupés en fonction des foyers infestés connus; — les sous-échantillons sont soigneusement mélangés de manière à obtenir trois échantillons par hectare.

2.   Révocation partielle des mesures

Au terme d’un délai minimal de 10 ans à compter de la dernière détection de l’organisme nuisible spécifié dans des parties de la zone infestée, la révocation partielle des mesures visées à l’article 6 peut être envisagée pour ces endroits, s’il existe un registre ininterrompu des cultures montrant que les dispositions de l’article 6, paragraphes 2 et 3, ont été respectées pendant toutes ces années et que la zone infestée n’a pas été utilisée comme prairie permanente, et:

a)	si aucun signe d’infection par l’organisme nuisible spécifié n’a été découvert lors de deux tests biologiques, décrits au point 3, portant sur des cultivars de pomme de terre sensibles; ou

b)

si aucun signe d’infection par l’organisme nuisible spécifié n’a été découvert lors d’un test biologique, décrit au point 3, portant sur des cultivars de pomme de terre sensibles et si moins de cinq spores dormantes viables par gramme de sol ont été détectées lors d’un examen direct au microscope du sol de la zone infestée à la suite d’une extraction de spores selon l’une des méthodes prévues à l’annexe I, point 2.

La procédure à utiliser pour l’obtention du sol en vue du test comprend toutes les étapes suivantes:

—	la zone infestée est divisée en unités de 0,33 ha chacune;

—	60 sous-échantillons sont prélevés dans chaque unité à une profondeur de 20 cm et uniformément répartis dans l’ensemble de la zone ou regroupés en fonction des foyers infestés connus;

—	les sous-échantillons sont soigneusement mélangés de manière à obtenir trois échantillons par hectare.

Si ces conditions ne sont pas remplies, la révocation partielle des mesures peut être à nouveau envisagée à l’issue d’une période d’attente d’au moins deux ans. Pour déterminer la durée de cette période d’attente, les États membres prennent en considération le niveau d’infection et/ou le nombre de spores viables détectées.

3.   Tests biologiques aux fins de la révocation des mesures

Plusieurs tubercules des végétaux spécifiés sont incubés dans des pots contenant au moins 5 litres de sol dans des conditions de température, d’humidité et de luminosité favorables à la croissance de la pomme de terre. Il convient d’utiliser un cultivar très sensible à tous les pathotypes (par exemple Deodara, Evora, Morene, Tomensa, Maritiema, Arran Chief).

Les plants de pommes de terre cultivés sont coupés lorsqu’ils atteignent une hauteur d’environ 60 cm. Après approximativement 100 jours, les tubercules nouvellement formés sont soumis à un examen en vue de détecter des galles.

Les témoins négatifs du sol exempt de l’organisme nuisible spécifié et les témoins positifs du sol infesté doivent toujours être inclus dans le test. Le test est considéré comme valable si des galles se forment dans des tubercules du témoin positif et si aucune galle ne se forme dans des tubercules du témoin négatif. Les conditions de température et d’humidité dans la serre sont enregistrées. Les galles produites dans les échantillons des tests sont examinées au microscope afin de détecter la présence de sporanges d’été et/ou de spores dormantes.

Tout le test est effectué dans des conditions empêchant toute nouvelle propagation de l’organisme nuisible spécifié.