Artikel 1

Gegenstand

Mit dieser Verordnung werden Maßnahmen zur Tilgung von Synchytrium endobioticum (Schilbersky) Percival und zur Verhinderung seiner Ausbreitung im Gebiet der Union festgelegt.

Artikel 2

Begriffsbestimmungen

Für die Zwecke dieser Verordnung bezeichnet der Ausdruck

1.	„spezifizierter Schädling“Synchytrium endobioticum (Schilbersky) Percival;

2.	„spezifizierte Pflanzen“ Pflanzen von Solanum tuberosum L., außer Samen.

Artikel 3

Erhebungen und Laboruntersuchungen auf den spezifizierten Schädling

Artikel 4

Erklärung von Produktionsflächen und spezifizierten Pflanzen für befallen

(1)	Die zuständigen Behörden erklären eine Produktionsfläche für von dem spezifizierten Schädling befallen, wenn das Auftreten des spezifizierten Schädlings auf dieser Fläche mithilfe der Tests gemäß Artikel 3 Absatz 2 amtlich bestätigt wurde.

(2)	Spezifizierte Pflanzen, die auf einer als von dem spezifizierten Schädling befallen erklärten Produktionsfläche angebaut werden oder die mit Erde in Berührung gekommen sind, in der der spezifizierte Schädling festgestellt wurde, werden amtlich für befallen erklärt.

Artikel 5

Einrichtung abgegrenzter Gebiete

Artikel 6

Tilgungsmaßnahmen

Artikel 7

Kartoffelsorten, die gegen Pathotypen des spezifizierten Schädlings resistent sind

Artikel 8

Meldung des bestätigten Auftretens des spezifizierten Schädlings bei einer resistenten Kartoffelsorte

Artikel 9

Aufhebung der Maßnahmen

Artikel 10

Inkrafttreten

Diese Verordnung tritt am dritten Tag nach ihrer Veröffentlichung im Amtsblatt der Europäischen Union in Kraft.

ANHANG I

Testmethoden zum Nachweis und zur Identifizierung des spezifizierten Schädlings gemäß Artikel 3 Absatz 2

1.   Tests anhand von Sporen

Zum Nachweis und zur Identifizierung werden Sommersporangien und Dauersporen verwendet, die nach Sieben aus der Erde oder direkt aus dem Pflanzenmaterial gewonnen werden.

2.   Nachweismethoden

Für die Extraktion von Sporen des spezifizierten Schädlings aus der Erde wird eine der folgenden Methoden angewendet:

a)	Aussieben aus der Erde, wie beschrieben von Pratt (1976) (1);

b)	Aussieben aus der Erde, wie beschrieben von van Leeuwen et al. (2005) (2);

c)	zonale Zentrifugentechnik zur Probenverarbeitung mit hohem Durchsatz, wie beschrieben von Wander et al. (2007) (3).

3.   Identifizierungsmethoden

Nach der Extraktion werden die Sporen des spezifizierten Schädlings mithilfe einer der folgenden Methoden identifiziert:

a)	morphologische Identifizierung unter einem Lichtmikroskop mit 100-400facher Vergrößerung;

b)	konventioneller PCR-Test unter Verwendung der Primer auf der Grundlage von Lévesque et al. (2001) (4) und van den Boogert et al. (2005) (5);

c)	Echtzeit-PCR-Test unter Verwendung der Primer und Sonden nach van Gent-Pelzer et al. (2010) (6);

d)	Echtzeit-PCR-Test unter Verwendung der Primer und Sonden nach Smith et al. (2014) (7).

4.   Lebensfähigkeit von Dauersporen

Die Bestimmung der Lebensfähigkeit von Dauersporen kann durch Mikroskopuntersuchung oder Biotest erfolgen. Die Lebensfähigkeit von Sporangien kann durch Mikroskopuntersuchung von Sporangien, die in Lactophenol oder in Wasser eingedeckt werden, bestimmt werden (Przetakiewicz 2015) (8). Sporangien mit granulärem Inhalt oder mit leicht abgerundetem Protoplasma können als lebensfähig gelten. Diejenigen, die dauerhaft plasmolysiert sind oder augenscheinlich keinen Inhalt haben, gelten als tot.

Alternativ oder im Zweifelsfall kann ein Biotest gemäß Anhang IV Nummer 3 durchgeführt werden.

5.   Bestimmung von Pathotypen

Für die Pathotypenbestimmung werden frische Wucherungen benötigt.

Das Inokulum für den Test wird anhand einer der folgenden Methoden hergestellt:

a)

SASA-Methode (Science and Advice for Scottish Agriculture), bestehend aus den beiden folgenden Schritten: i) Herstellung des Inokulums Altes (braunes) Krebsgewebe wird in kleinere Stücke aufgebrochen und bei Raumtemperatur luftgetrocknet, bis es hart wird. Das harte Gewebe wird entweder manuell oder mechanisch gemahlen. Das gemahlene Material wird trockengesiebt, wobei die Fraktion zwischen 25 und 75 μm gewonnen wird, und anschließend anhand der Chloroform-Methode nach Pratt (1976)1 extrahiert. ii) Herstellung frischer Wucherungen Rund 10 mg der extrahierten Dauersporen werden auf die Oberfläche von 10 ml sterilem destilliertem Wasser in einer kleinen Petrischale aus Kunststoff gestreut und im Dunkeln bei 20 °C bis zur Keimung inkubiert. Kartoffelknollen mit kleinen Keimen von rund 1-2 mm Länge werden in durchsichtige Kunststoffbehälter gesetzt und mit feuchten Papiertüchern umwickelt, wobei die markierten Keime nach oben zeigen. Um die Keime herum wird mithilfe einer Spritze ein Ring aus geschmolzener Vaseline gezogen. Dieser Ring muss durchgehend und so hoch sein, dass die Sporensuspension darin bleibt, ohne auszulaufen. Die 10 ml keimenden Dauersporen werden mit sterilem Wasser weiter auf 20 ml verdünnt und mithilfe einer Pipette oder einer Quetschflasche in die Ringe gegeben, bis der Keim komplett mit Sporensuspension bedeckt ist. Die Kunststoffbehälter werden mit Deckeln verschlossen und 4 Tage lang bei 10 °C inkubiert, anschließend werden die Behälter geöffnet, das Inokulum und die Vaselineringe entfernt und die Behälter in ein vernebeltes Gewächshaus mit einer Temperatur von 15 bis 18°°C gebracht (16 h Licht);

b)	Methode nach Spiekermann & Kothoff (1924) (9);

c)	Methode nach Potoček et al. (1991) (10);

d)	Methode nach Glynne-Lemmerzahl (Glynne 1925 (11); Lemmerzahl 1930 (12); Noble und Glynne 1970 (13)).

Zur Bestimmung aller Pathotypen, die bekanntermaßen in der Union eine Rolle spielen (1(D1), 2(G1), 6(O1), 18(T1) und 38(Nevşehir), wird gemäß der Tabelle ein Differentialinfektionstest mit unterschiedlichen Sorten der spezifizierten Pflanze durchgeführt. Der Infektionstest wird anhand des unter Buchstabe d genannten Protokolls (Glynne-Lemmerzahl-Methode) durchgeführt.

Selektive Sensitivität von Kartoffelkultivaren zur Bestimmung von Pathotypen von S. endobioticum

Kultivar	Pathotypen von S. endobioticum
	1(D1)	2(G1)	6(O1)	18(T1)	38(Nevşehir)
Tomensa/Evora/Deodara	S	S	S	S	S
Irga/Producent	R	S	S	S	S
Talent	R	R*	R*	S	S
Saphir	R	S	R	R	S
Ikar/Gawin/Karolin/Belita	R	R	R	R	R
„S“: Susceptible (anfällig) „R“: Resistent *: geringe Anfälligkeit der Sorte für S. endobioticum („Auftreten nichtnekrotischer Sorifelder ohne Bildung von Wucherungen“).

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(1)  Pratt MA. 1976. A wet-sieving and flotation technique for the detection of resting sporangia of Synchytrium endobioticum in soil. Annals of Applied Biology 82: S. 21-29.

(2)  van Leeuwen GCM, Wander JGN, Lamers J, Meffert JP, van den Boogert PHJF, Baayen RP. 2005. Direct examination of soil for sporangia of Synchytrium endobioticum using chloroform, calcium chloride and zinc sulphate as extraction reagents. EPPO Bulletin 35: S. 25-31.

(3)  Wander JGN, van den Berg W, van den Boogert PHJF, Lamers JG, van Leeuwen GCM, Hendrickx G, Bonants P. 2007. A novel technique using the Hendrickx centrifuge for extracting winter sporangia of Synchytrium endobioticum from soil. European Journal of Plant Pathology 119: S. 165-174.

(4)  Lévesque CA, de Jong SN, Ward LJ & de Boer SH (2001) Molecular phylogeny and detection of Synchytrium endobioticum, the causal agent of potato wart. Canadian Journal of Plant Pathology 23: S. 200-201.

(5)  van den Boogert PHJF, van Gent-Pelzer MPE, Bonants PJM, de Boer SH, Wander JGN, Lévesque CA, van Leeuwen GCM, Baayen RP. 2005. Development of PCR-based detection methods for the quarantine phytopathogen Synchytrium endobioticum, causal agent of potato wart disease. European Journal of Plant Pathology 113: S. 47-57.

(6)  van Gent-Pelzer MPE, Krijger M, Bonants PJM. 2010. Improved real-time PCR assay for the detection of the quarantine potato pathogen, Synchytrium endobioticum, in zonal centrifuge extracts from soil and in plants. European Journal of Plant Pathology 126: S. 129-133.

(7)  Smith DS, Rocheleau H, Chapados JT, Abbott C, Ribero S, Redhead SA, Lévesque CA, De Boer SH. 2014. Phylogeny of the genus Synchytrium and the development of TaqMan PCR assay for sensitive detection of Synchytrium endobioticum in soil. Phytopathology 104: S. 422-432.

(8)  Przetakiewicz, J. 2015. The Viability of Winter Sporangia of Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. from Poland. American Journal of Potato Research 92:704-708.

(9)  Spieckermann A, Kothoff P. 1924. Testing potatoes for wart resistance. Deutsche Landwirtschaftliche Presse 51: S. 114-115.

(10)  Potoček J, Krajíčková K, Klabzubová S, Krejcar Z, Hnízdil M, Novák F, Perlová V. 1991. Identification of new Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. pathotypes in Czech Republic. Ochrana Rostlin 27: S. 191-205.

(11)  Glynne MD. 1925. Infection experiments with wart disease of potatoes. Synchytrium endobioticum. Annals of Applied Biology 12: S. 34-60.

(12)  Lemmerzahl J. 1930. A new simplified method for inoculation of potato cultivars to test for wart resistance. Züchter 2: S. 288-297.

(13)  Noble M, Glynne MD. 1970. Wart disease of potatoes. FAO Plant Protection Bulletin 18: S. 125-135.

ANHANG II

Muster für die Erhebungen nach Artikel 3

Muster zur Darstellung der Ergebnisse der Kartoffelkrebs-Erhebung für die Kartoffelernte des Jahres, das dem Berichtsjahr vorausgeht.

Verwenden Sie die Tabelle bitte ausschließlich für die Ergebnisse der Erhebungen über Kartoffeln, die in Ihrem Land geerntet wurden.

Mitgliedstaat oder Gebiet

Kartoffelkategorie

Anbaugebiet insgesamt (ha)

visuelle Inspektion von Knollen

Labortests

sonstige Angaben

Anzahl der Proben

Anzahl der Partien

Umfang der Probe

Zeitraum der Probenahme

Anzahl der Verdachtsfälle

Anzahl der Proben

Umfang der Proben

Testart

Anzahl der Positivbefunde

Proben

Partien

Proben

Partien

Kartoffeln zur Erzeugung von Knollen zum Anpflanzen

Speisekar- toffeln und Wirtschafts-kartoffeln

Sonstiges (1) (anzugeben)

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(1)  In Bezug auf Länder mit Ausbrüchen könnte es beispielsweise von Belang sein, getrennt von den allgemeinen Erhebungen die Menge der Proben auszuweisen, anhand deren die Ausbrüche untersucht oder nachverfolgt wurden.

ANHANG III

Protokoll zur Bewertung der Resistenz einer in Artikel 7 Absatz 2 genannten Sorte

Das Protokoll zur Bewertung der Resistenz einer Sorte umfasst folgende Schritte:

1.	Es werden mindestens 40 Knollen oder Teile von Kartoffeln mit Augen pro Sorte der spezifizierten Pflanze getestet. Sie werden in zwei Gruppen (Parallelproben) unterteilt.

2.	Der Test erstreckt sich in der Regel über zwei Jahre. Nur wenn festgestellt wird, dass eine Sorte extrem anfällig für einen Pathotyp des spezifizierten Schädlings ist, kann die Laufzeit des Tests auf ein Jahr verkürzt werden.

3.	Vor Beginn einer Testperiode wird das Inokulum anhand der in Anhang I beschriebenen Methoden auf Reinheit getestet.

4.	In den Test einzubeziehen ist in jedem Fall eine positive Kontrolle in Form einer Sorte der spezifizierten Pflanze, die extrem anfällig für den Pathotyp des spezifizierten Schädlings ist, auf den getestet wird.

5.

Es ist eine der folgenden Testmethoden anzuwenden: i) Glynne-Lemmerzahl-Methode (Glynne 1925, Lemmerzahl 1930, Noble & Glynne 1970); ii) Spieckermann-Methode (Spieckermann & Kothoff 1924) oder iii) SASA-Methode (Science and Advice for Scottish Agriculture), bestehend aus allen folgenden Schritten: — Knollenvorbereitung: Die Knollen werden rund 10 Tage vor der beabsichtigten Inokulation aus dem Kühllager geholt, vorsichtig gewaschen, getrocknet und im Dunkeln bei Raumtemperatur gelagert, um die Keimung zu induzieren. Bei jeder Inokulation ist eine hochanfällige Sorte („Morene“ oder eine Sorte mit vergleichbarer Anfälligkeit) als positive Kontrolle einzubeziehen. — Keimung von Dauersporen: Die Bedingungen zur Induzierung der Dauersporenkeimung werden 21 Tage vor der Inokulation geschaffen. Rund 10 mg der extrahierten Sporen werden auf die Oberfläche von 10 ml sterilem destilliertem Wasser in kleinen Petrischalen aus Kunststoff gestreut und im Dunkeln bei 20 °C bis zur Keimung inkubiert. Für die Inokulation wird der Inhalt jeder Petrischale mit weiteren 10 ml sterilem destilliertem Wasser verdünnt. — Inokulation und Inkubation von Keimen: Wenn die Keime eine Länge von 1 mm erreicht haben, wird ein Ring aus geschmolzener Vaseline um sie herum gezogen. Der Ring aus Vaseline muss durchgehend sein, damit die Sporensuspension darin bleibt, ohne auszulaufen, und so hoch, dass die Suspension den Keim bedeckt. Auf jeder Knolle wird der Ring um einen einzelnen Keim oder einen einzelnen Keimcluster gezogen. Die Knollen werden in Kunststoffbehälter gesetzt und mit feuchten Papiertüchern umwickelt, wobei die mit dem Ring versehenen Keime nach oben zeigen. Die Vaselineringe werden mithilfe einer Pipette oder einer Quetschflasche mit Sporensuspension befüllt, bis der Keim komplett bedeckt ist. Die Kunststoffbehälter werden mit Deckeln verschlossen und 4 Tage lang bei 10 °C im Dunkeln inkubiert, anschließend werden die Vaselineringe entfernt und die Behälter geöffnet in ein Gewächshaus mit einer Temperatur von 15 bis 18 °C gestellt, das in regelmäßigen Abständen vernebelt wird (3x täglich für die Dauer von 30 Minuten). Wenn die Infizierung fehlgeschlagen ist, beispielsweise weil der Keim verfault ist oder sich nicht ausgebildet hat, kann die Knolle unter Verwendung eines anderen Keims erneut getestet werden. — Bewertung: Die Keime werden 28 Tage nach der Inokulation mithilfe eines Stereomikroskops mit 10-15facher Vergrößerung und eines Lichtmikroskops auf Befall untersucht. Reaktionen mit einem Wert von 4 oder 5 gemäß der Tabelle müssen bei mindestens 80 % der als positive Kontrolle verwendeten Knollen zu beobachten sein. Mindestens eine Knolle muss einen Wert von 5 aufweisen.

6.	Alle Knollen werden anhand der Tabelle bewertet und mit einer Resistenzbewertungszahl von 1 bis 5 versehen.

7.

Je nach dem Spektrum der beobachteten Werte innerhalb der jeweiligen Population der getesteten Einzelknollen oder Teile von Kartoffeln mit Augen wird jede getestete Sorte in eine Resistenzgruppe eingestuft („hochresistent“, „resistent“, „schwach anfällig“ oder „extrem anfällig“): i) Eine Sorte gilt als „hochresistent“, wenn alle Knollen in allen Parallelproben einen Wert von 1 aufweisen; ii) eine Sorte gilt als „resistent“, wenn alle Knollen in allen Parallelproben einen Wert zwischen 1 und 3 aufweisen; iii) eine Sorte gilt als „leicht anfällig“, wenn eine oder mehr Knollen einen Wert von 4 aufweisen (wenn nur eine einzige Knolle einen Wert von 4 aufweist, kann der Test wiederholt werden, um eine Verunreinigung in der Sortenpartie auszuschließen); iv) eine Sorte gilt als „extrem anfällig“, wenn mindestens eine Knolle in einer Parallelprobe den Wert 5 aufweist. Standardbewertungsskala für die zu testenden Kartoffelpopulationen Standardbewertungszahl Resistenzgruppe Resistenzbeschreibung Beschreibung 1 R1 extrem resistent Frühe Abwehrnekrose; keine sichtbare Sorusbildung. 2 R1 resistent Späte Abwehrnekrose; Sorusbildung teilweise sichtbar, Sori unreif oder nekrotisch vor der Reife. 3 R2 schwach resistent Sehr späte Abwehrnekrose; abgegrenzte reife Sori bzw. Sorusfelder ausgebildet, aber vollständig von Nekrose umgeben; bis zu 5 nichtnekrotische Sommersori zulässig, eindeutige Nekrose in anderen Zonen desselben Knollenstücks. Keine Bildung von Wucherungen oder Dauersporen. Zur Abgrenzung zwischen Gruppe 3 und Gruppe 4 müssen möglicherweise Objektträger mit einer dünnen Schicht infizierten Gewebes präpariert werden: Sind keine Dauersporen vorhanden, ist der Wert 3. 4 S1 schwach anfällig Zerstreuter Befall; Sori oder Sorusfelder nichtnekrotisch, geringe Anzahl; an anderen Infektionsstellen des Keims kann späte Nekrose auftreten; der Keim kann leicht fehlgebildet (verdickt) sein. Es sind Dauersporangien (Wintersporangien) vorhanden. Zur Abgrenzung zwischen Gruppe 3 und Gruppe 4 müssen möglicherweise Objektträger mit einer dünnen Schicht infizierten Gewebes präpariert werden: Sind Dauersporen vorhanden, ist der Wert 4. 5 S2 extrem anfällig Dichte Infektionsfelder, zahlreiche reife nichtnekrotische Sori bzw. Sorusfelder, Felder mit dichten nichtnekrotischen Infektionsstellen, vorherrschende Bildung von Wucherungen.

ANHANG IV

Bedingungen für die Aufhebung der Maßnahmen gemäß Artikel 9

1.   Bedingungen für die Aufhebung der Maßnahmen

1.1.

Ablauf eines Mindestzeitraums von 50 Jahren seit dem letzten Nachweis des spezifizierten Schädlings, wenn für die Befallszone eine lückenlose Ackerschlagdatei vorliegt, aus der hervorgeht, dass die Bestimmungen des Artikels 6 Absätze 2 und 3 über den gesamten Zeitraum hinweg eingehalten wurden und die Befallszone nicht als Dauergrünland genutzt wurde.

1.2.

Ablauf eines Mindestzeitraums von 20 Jahren seit dem letzten Nachweis des spezifizierten Schädlings, wenn eine lückenlose Ackerschlagdatei vorliegt, aus der hervorgeht, dass die Bestimmungen des Artikels 6 Absätze 2 und 3 über den gesamten Zeitraum hinweg eingehalten wurden und die Befallszone nicht als Dauergrünland genutzt wurde, und — bei 2 Biotests (gemäß Nummer 3) mit anfälligen Kartoffelkultivaren wurden keine Anzeichen eines Befalls mit dem spezifizierten Schädling festgestellt oder — bei 1 Biotest (gemäß Nummer 3) mit anfälligen Kartoffelkultivaren wurden keine Anzeichen eines Befalls mit dem spezifizierten Schädling festgestellt, und bei einer direkten Mikroskopuntersuchung von Erde aus der Befallszone nach Sporenextraktion anhand einer der Methoden gemäß Anhang I Nummer 2 wurden keine lebensfähigen Dauersporen festgestellt. Zur Gewinnung der Erde für die Testung sind alle nachfolgenden Schritte auszuführen: — Die Befallszone wird in Einheiten von je 0,33 ha unterteilt; — aus jeder Einheit werden 60 Teilproben aus einer Tiefe von bis zu 20 cm entnommen, die gleichmäßig über die gesamte Fläche verteilt oder nach bekannten Befallsorten gepoolt werden; — die Teilproben werden gründlich vermischt, um 3 Proben je ha zu erhalten.

2.   Teilaufhebung der Maßnahmen

Nach Ablauf eines Mindestzeitraums von 10 Jahren seit dem letzten Nachweis des spezifizierten Schädlings auf Flächen in der Befallszone kann eine Teilaufhebung der Maßnahmen gemäß Artikel 6 für diese Flächen erwogen werden, wenn eine lückenlose Ackerschlagdatei vorliegt, aus der hervorgeht, dass die Bestimmungen des Artikels 6 Absätze 2 und 3 über den gesamten Zeitraum hinweg eingehalten wurden und die Befallszone nicht als Dauergrünland genutzt wurde, und

a)	bei 2 Biotests (gemäß Nummer 3) mit anfälligen Kartoffelkultivaren wurden keine Anzeichen eines Befalls mit dem spezifizierten Schädling festgestellt oder

b)

bei 1 Biotest (gemäß Nummer 3) mit anfälligen Kartoffelkultivaren wurden keine Anzeichen eines Befalls mit dem spezifizierten Schädling festgestellt, und bei einer direkten Mikroskopuntersuchung von Erde aus der Befallszone nach Sporenextraktion anhand einer der Methoden gemäß Anhang I Nummer 2 wurden weniger als 5 lebensfähige Dauersporen pro Gramm Erde festgestellt.

Zur Gewinnung der Erde für die Testung sind alle nachfolgenden Schritte auszuführen:

—	Die Befallszone wird in Einheiten von je 0,33 ha unterteilt;

—	aus jeder Einheit werden 60 Teilproben aus einer Tiefe von bis zu 20 cm entnommen, die gleichmäßig über die gesamte Fläche verteilt oder nach bekannten Befallsorten gepoolt werden;

—	die Teilproben werden gründlich vermischt, um 3 Proben je ha zu erhalten.

Sind diese Bedingungen nicht erfüllt, kann die Teilaufhebung der Maßnahmen erneut nach Ablauf einer Wartezeit von mindestens 2 Jahren erwogen werden. Bei der Festsetzung dieser Wartezeit tragen die Mitgliedstaaten dem Umfang des Befalls und/oder der Anzahl der nachgewiesenen lebensfähigen Sporen Rechnung.

3.   Biotests zum Zweck der Aufhebung der Maßnahmen

Mehrere Knollen der spezifizierten Pflanzen werden zusammen mit mindestens 5 l Erde unter für das Kartoffelwachstum förderlichen Temperatur-, Feuchtigkeits- und Lichtbedingungen in Töpfen inkubiert. Es wird ein Kultivar verwendet, das hochanfällig für alle Pathotypen ist (wie Deodara, Evora, Morene, Tomensa, Maritiema, Arran Chief).

Die wachsenden Kartoffelpflanzen werden zurückgeschnitten, wenn sie eine Höhe von rund 60 cm erreichen. Nach rund 100 Tagen werden die neu gebildeten Knollen auf Wucherungen untersucht.

In den Test sind in jedem Fall negative Kontrollen aus Erde, die frei von dem spezifizierten Schädling ist, und positive Kontrollen aus befallener Erde einzubeziehen. Der Test gilt als gültig, wenn sich in der positiven Kontrolle Wucherungen bilden und sich in der negativen Kontrolle keine Wucherungen bilden. Die Temperatur- und Feuchtigkeitsbedingungen im Gewächshaus sind zu protokollieren. Die Wucherungen, die sich in den Testproben ausgebildet haben, sind mikroskopisch auf das Vorkommen von Sommersporangien und/oder Dauersporen zu untersuchen.

Der gesamte Test wird unter Bedingungen durchgeführt, die eine weitere Ausbreitung des spezifizierten Schädlings verhindern.