1.7.2005   

FR

Journal officiel de l'Union européenne

L 170/12

(1)

L’objectif du règlement (CE) no 2160/2003 est de faire en sorte que soient prises des mesures adaptées et efficaces pour détecter et contrôler les salmonelles et d’autres agents zoonotiques à tous les stades pertinents de la production, de la transformation et de la distribution, en particulier au niveau de la production primaire, de manière à réduire leur prévalence et le risque qu’ils représentent pour la santé publique.

(2)

Ledit règlement dispose qu’un objectif communautaire doit être établi pour la réduction de la prévalence de tous les sérotypes de salmonelles présentant un intérêt du point de vue de la santé publique dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus au niveau de la production primaire.

(3)

Conformément au règlement (CE) no 2160/2003, cet objectif communautaire doit contenir l’expression numérique du pourcentage maximal d’unités épidémiologiques restant positives et/ou du pourcentage minimal de la réduction dans le nombre d’unités épidémiologiques restant positives, le délai maximal dans lequel l’objectif doit être atteint et la définition des programmes de tests nécessaires pour vérifier la réalisation de l’objectif. Il doit également inclure, le cas échéant, la définition des sérotypes qui présentent un intérêt du point de vue de la santé publique.

(4)

Ledit règlement dispose également que, pendant une période transitoire de trois ans, l’objectif communautaire fixé pour les cheptels reproducteurs de Gallus gallus doit couvrir les cinq sérotypes de salmonelles les plus fréquents dans la salmonellose humaine, qui doivent être identifiés sur la base des données recueillies par le biais des systèmes communautaires de surveillance.

(5)

Les données issues des systèmes communautaires de surveillance indiquent que les cinq sérotypes de salmonelles les plus fréquents dans la salmonellose humaine sont Salmonella enteritidis, Salmonella hadar, Salmonella infantis, Salmonella typhimurium et Salmonella virchow. Par conséquent, l’objectif communautaire établi par le présent règlement doit couvrir ces sérotypes.

(6)

Afin d’établir l’objectif communautaire, il convient de disposer de données comparables relatives à la prévalence des sérotypes de salmonelles visés dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus dans les États membres. Les exigences minimales applicables au contrôle des salmonelles conformément à la directive 92/117/CEE du Conseil (2) servent de base à la collecte des données pertinentes relatives à la prévalence dans les États membres. De telles données ont été collectées pendant une durée appropriée dans tous les États membres en 2004.

(7)

Afin de vérifier si l’objectif est atteint et compte tenu de la prévalence relativement faible des sérotypes de salmonelles visés dans les cheptels reproducteurs de Gallus gallus dans la Communauté, il est nécessaire de procéder à des prélèvements répétés d’échantillons dans un nombre représentatif de cheptels d’une taille suffisante, c’est-à-dire comptant au moins 250 têtes, comme l’exigeait la directive 92/117/CEE.

(8)

Le programme de tests nécessaire pour vérifier si l’objectif communautaire est atteint diffère largement de celui qui était utilisé pour collecter des données comparables dans les États membres conformément à la directive 92/117/CEE et sera probablement plus sensible. Dès lors, il est nécessaire de prévoir un réexamen de l’objectif communautaire au plus tard un an après le début de l’application des programmes de contrôle nationaux correspondants.

(9)

En raison de la période nécessaire à la collecte des informations, des données comparables n’étaient pas disponibles en temps voulu pour la fixation de l’objectif communautaire dans les délais établis à l’annexe I du règlement (CE) no 2160/2003 concernant les cheptels reproducteurs de Gallus gallus. Dès lors, il convient de prolonger le délai prévu pour la fixation de cet objectif de six mois et de modifier le règlement (CE) no 2160/2003 en conséquence.

(10)

Les mesures prévues à l’article 4, paragraphe 5, du règlement (CE) no 2160/2003 en ce qui concerne la fixation de l’objectif communautaire pour les cheptels reproducteurs de Gallus gallus au cours de la période transitoire sont basées sur la méthode déjà établie pour le contrôle des salmonelles conformément à la directive 92/117/CEE, ainsi que sur la gestion des risques. Les mesures prévues au présent règlement ont été élaborées au sein d’un groupe de travail, avec la participation de l’Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA). Sans préjudice de l’obligation, inscrite à l’article 15 du règlement (CE) no 2160/2003, de consulter l’EFSA sur toute question qui pourrait avoir un effet important sur la santé publique, une consultation formelle de l’EFSA n’est pas nécessaire à ce stade.

(11)

Les mesures prévues au présent règlement sont conformes à l’avis du comité permanent de la chaîne alimentaire et de la santé animale,

a)

dans le couvoir, ou

b)

dans l’exploitation.

a)

un échantillonnage de routine est effectué toutes les seize semaines dans le couvoir et remplace à cette occasion l’échantillonnage correspondant réalisé à l’initiative de l’exploitant;

b)

un échantillonnage de routine est effectué dans l’exploitation à deux reprises au cours du cycle de production, à savoir une première fois dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte et une seconde fois vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production;

c)

un échantillonnage de confirmation est effectué dans l’exploitation lorsque des salmonelles visées ont été détectées dans les échantillons prélevés dans le couvoir;

a)

dans un délai de quatre semaines à compter de l’entrée en ponte ou du passage à l’unité de ponte;

b)

vers la fin de la période de ponte, au plus tôt huit semaines avant la fin du cycle de production;

c)

au cours de la production, à un moment suffisamment éloigné des prélèvements visés aux points a) et b).

a)

échantillons composites de matières fécales, chacun étant composé d’échantillons distincts de matières fécales fraîches pesant chacun au moins 1 g prélevés au hasard en un certain nombre de points du bâtiment dans lequel les oiseaux sont gardés ou, lorsque ceux-ci ont libre accès à plus d’un bâtiment d’une exploitation déterminée, dans chaque groupe de bâtiments de l’exploitation dans lesquels les oiseaux sont gardés. Aux fins de l’analyse, les matières fécales doivent être regroupées en un minimum de deux échantillons composites.

Le tableau ci-dessous indique le nombre de points où effectuer des prélèvements distincts de matières fécales pour constituer un échantillon composite.

b)

cinq paires de pédisacs.

Les pédisacs utilisés doivent être suffisamment absorbants pour absorber l’humidité. Des «socquettes» constituées d’un tube de gaze peuvent également être utilisées.

La surface du pédisac est humidifiée à l’aide d’un diluant approprié (de l’eau stérile ou 0,8 % de chlorure de sodium et 0,1 % de peptone dans de l’eau déionisée stérile, par exemple).

Il convient de se déplacer de manière à couvrir de façon représentative toutes les parties du secteur, y compris les zones couvertes de litière et les zones à claire-voie, lorsqu’il n’y a pas de danger à marcher sur les lattes. L’échantillonnage couvre tous les parquets de chaque poulailler. Une fois l’échantillonnage terminé dans le secteur choisi, les pédisacs sont enlevés avec précaution afin que les matières adhérentes n’en tombent pas.

Aux fins de l’analyse, les pédisacs doivent être regroupés en un minimum de deux échantillons composites;

c)

lorsque les cheptels reproducteurs sont gardés dans des cages, on peut prélever des échantillons de matières fécales mélangées naturellement sur les tapis à déjections, sur les racloirs ou dans les fosses, selon le type de poulailler. Deux échantillons d’au moins 150 g sont collectés en vue d’être soumis à des tests séparément:

Il y a normalement plusieurs rangées de cages dans un poulailler. L’échantillon composite global contient des matières fécales mélangées provenant de chaque rangée. Deux échantillons composites sont prélevés dans chaque cheptel de la manière décrite ci-dessous.

Dans les systèmes comportant des tapis ou des racloirs, il convient de les faire fonctionner le jour de l’échantillonnage avant que celui-ci soit effectué.

Dans les systèmes comportant des déflecteurs sous les cages et des racloirs, il convient de collecter les matières fécales mélangées qui se sont déposées sur le racloir après que celui-ci a fonctionné.

Dans les systèmes de cages disposées en escalier ne comportant ni tapis ni racloirs, il est nécessaire de collecter des matières fécales mélangées dans la fosse.

Dans les systèmes de tapis à déjections, il convient de collecter les matières fécales mélangées à l’extrémité des tapis où celles-ci sont évacuées.

a)

L’échantillonnage de routine est réalisé de la manière décrite au point 2.2.2.1.

b)

L’échantillonnage de confirmation qui fait suite à la détection de salmonelles visées dans les échantillons prélevés dans le couvoir est réalisé de la manière indiquée ci-après.

Outre les échantillons décrits au point 2.2.2.1, on peut prélever un échantillon d’oiseaux choisis au hasard dans chaque poulailler de l’exploitation. Normalement, cette opération se limite à 5 oiseaux par poulailler au maximum, à moins que l’autorité ne juge nécessaire d’en prélever un nombre plus élevé. Les tests effectués visent à détecter la présence d’agents antimicrobiens ou d’un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne dans les échantillons. Les résultats du test sont considérés comme insatisfaisants lorsque l’un des oiseaux se révèle positif.

Si l’on ne détecte pas la présence de salmonelles visées, mais bien celle d’agents antimicrobiens ou d’un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne, l’échantillonnage du cheptel en vue de détecter les salmonelles visées ou un effet d’inhibition de la prolifération bactérienne est répété jusqu’à ce qu’aucun effet de ce type ne soit décelé ou jusqu’à la destruction du cheptel reproducteur. Dans ce dernier cas, le cheptel reproducteur est considéré comme infecté aux fins de l’objectif communautaire.

c)

Cas suspects

Dans les cas exceptionnels où l’autorité compétente a des raison de soupçonner de faux résultats négatifs lors du premier échantillonnage réalisé dans l’exploitation, on peut procéder à un deuxième échantillonnage officiel pour confirmation, portant sur les matières fécales ou les oiseaux (pour rechercher la présence de salmonelles dans les organes).

Dans les cas exceptionnels où l’autorité compétente a des raisons de soupçonner de faux résultats positifs lors d’un échantillonnage réalisé à l’initiative de l’exploitant dans l’exploitation, on peut procéder à un échantillonnage officiel de suivi.

a)

les placer dans un litre d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante et mélanger doucement;

b)

continuer la culture de l’échantillon en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

a)

déballer la paire de pédisacs (ou «socquettes») avec précaution pour que les matières fécales adhérentes n’en tombent pas et les placer dans 225 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante;

b)

lorsque 2 échantillons composites sont formés à partir de 5 paires de pédisacs, placer 5 échantillons individuels dans au moins 225 ml d’eau peptonée tamponnée et veiller à ce qu’ils soient tous entièrement immergés dans l’eau;

c)

faire tourbillonner pour saturer complètement l’échantillon et continuer la culture en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

a)

au laboratoire, placer chaque échantillon (ou échantillon composite, selon le cas) dans un poids égal d’eau peptonée tamponnée et mélanger doucement;

b)

laisser l’échantillon se ramollir pendant dix à quinze minutes, puis mélanger doucement;

c)

immédiatement après avoir mélangé, retirer 50 g du mélange et les ajouter à 200 ml d’eau peptonée tamponnée préchauffée à la température ambiante;

d)

continuer la culture de l’échantillon en utilisant la méthode de détection visée au point 3.2.

a)

une description détaillée des possibilités choisies pour le programme d’échantillonnage et du type d’échantillons prélevés, le cas échéant;

b)

le nombre de cheptels reproducteurs existants et le nombre de cheptels ayant fait l’objet de tests;

c)

les résultats des tests;

d)

des explications concernant les résultats, notamment pour ce qui est des cas exceptionnels.