ANNEXE I

Spécifications techniques visées à l’article 2

1.   Base d’échantillonnage

Il est procédé au prélèvement aléatoire d’échantillons sur des porcs détenus dans les États membres concernés pendant les trois mois au moins précédant le prélèvement. Les échantillons proviennent du nombre minimal de porcs fixé ci-après pour chaque État membre:

Bulgarie: 192

Roumanie: 300

La Bulgarie et la Roumanie prélèvent 10 % d’échantillons en plus, qui seront analysés au cas où certains échantillons seraient exclus de l’étude pour diverses raisons.

L’échantillonnage doit être stratifié par abattoir participant et proportionnel à la capacité de l’abattoir. Chacun des deux États membres concernés classe tous les abattoirs en fonction du nombre de porcs à l’engrais abattus au cours de l’année précédente. Il détermine ainsi les abattoirs à l’origine d’au moins 80 % de tous les abattages de porcs à l’engrais.

Le nombre total de porcs et de carcasses à échantillonner dans chacun des abattoirs concernés par l’étude est estimé en multipliant la taille de l’échantillon (2 400, par exemple) par la proportion de porcs à l’engrais abattus l’année précédente. À titre d’exemple, si un abattoir a comptabilisé 25 % de l’ensemble des porcs à l’engrais abattus par les abattoirs sélectionnés (à l’origine d’au moins 80 % des abattages de porcs à l’engrais dans l’État membre), des échantillons doivent être prélevés sur 600 porcs (2 400 × 0,25). L’échantillonnage doit être uniformément réparti sur douze mois, ce qui équivaut dans cet exemple à 50 porcs par mois. Le tableau 1 présente un autre exemple.

Toutefois, si un abattoir cesse ses activités, si un nouvel établissement est ouvert ou si une évolution significative de la capacité d’un abattoir est prévue au cours de l’accomplissement de l’étude, il convient d’ajuster la capacité estimée en conséquence.

Tableau 1

Pondération des abattoirs aux fins de la détermination de la taille de l’échantillon à prélever dans chaque abattoir; calcul du nombre d’animaux par abattoir faisant l’objet d’un prélèvement

Code d’identification de l’abattoir	Nombre de porcs à l’engrais abattus l’année précédente	Part dans le nombre total d’animaux abattus pris en compte dans l’étude (en %)	Nombre d’échantillons par abattoir	Nombre d’échantillons prélevés par mois (/12)
AXD	88 000	17,6	0,176 × 2 400 = 422,4	422,4 : 12 = 36
SVH	25 000	5,0
TPB	75 000	15,0
MLG	100 000	20,0
GHT	212 000	42,4
Total	500 000 (1)	100,0

Pour chaque abattoir, il convient de sélectionner aléatoirement, tous les mois, un nombre compris entre 1 et 31. Si ce nombre correspond à un jour d’abattage pour le mois en cours, ce jour est choisi pour l’échantillonnage. Dans le cas contraire, un autre nombre est choisi au hasard. Ce processus est appliqué une fois par mois et répété autant de fois qu’il y a d’échantillons à prélever dans l’abattoir concerné. Pour l’abattoir AXD, par exemple, le processus est répété au moins trente-six fois pour choisir au hasard au moins trente-six jours ouvrés. Il est par conséquent possible qu’il faille prélever un échantillon sur plus d’une carcasse le même jour.

Du fait de la variation considérable du nombre d’animaux abattus un jour donné, il convient d’effectuer la sélection aléatoire de chaque animal à l’abattoir, à la date choisie pour l’échantillonnage, selon la procédure susmentionnée. Ce jour-là, le nombre total d’animaux doit être connu, et le personnel de l’abattoir choisit alors aléatoirement une ou plusieurs carcasses à l’aide de la liste de randomisation qui lui a été fournie et qui a été générée sur la base d’un nombre maximal supérieur au nombre le plus élevé de porcs à l’engrais susceptibles d’être abattus un jour quelconque dans n’importe quel abattoir de l’État membre.

Un exemple de liste de randomisation est donné au tableau 2.

Tableau 2

Liste de randomisation

Abattoir	Jour du mois	No d’ordre de la carcasse (2)
AXD	19	5
	4	2
	12	124
	12	2
	8	59

Les animaux suivants sont exclus de l’étude de référence:

—	les animaux d’un poids vif inférieur à 50 kg ou supérieur à 170 kg,

—	les animaux abattus d’urgence,

—	les carcasses déclarées entièrement impropres à la consommation.

2.   Échantillons

2.1.   Généralités

—

les ganglions lymphatiques iléo-cæcaux, sous forme d’échantillon agrégé, ou au moins cinq ganglions lymphatiques iléo-cæcaux distincts, sont prélevés sur tous les porcs sélectionnés. Il convient de prélever, dans la mesure du possible, au moins 25 g de ganglion lymphatique sans graisse ni tissus conjonctifs.

—	Des documents dans lesquels sont consignés la date et l’heure de prélèvement de chaque échantillon, le nom du service de messagerie chargé de la livraison des échantillons ainsi que la date et l’heure de leur prise en charge par le service de messagerie sont conservés à l’abattoir.

2.2.   Détails concernant le prélèvement des ganglions lymphatiques iléo-cæcaux

Le déchirement du mésentère entre le cæcum et la partie de l’iléon la plus proche du cæcum laisse apparaître les ganglions lymphatiques iléo-cæcaux à la surface de la zone ainsi dégagée. En cas de prélèvement séparé, il convient de prélever les ganglions grossièrement, à la main, sans couteau, mais avec des gants. Les ganglions lymphatiques ou l’échantillon agrégé sont placés dans un sac en plastique sur lequel sont inscrits la date, l’heure ainsi que les codes d’identification de l’abattoir et de l’échantillon.

3.   Transport

Les échantillons sont envoyés dans les 36 heures par courrier express ou service de messagerie et doivent parvenir au laboratoire au plus tard 72 heures après le prélèvement. Les échantillons qui arrivent plus de 72 heures après le prélèvement sont écartés, sauf s’ils sont analysés dans les 96 heures suivant le prélèvement et que la chaîne du froid n’a pas été interrompue.

4.   Analyse et sérotypage des échantillons

L’analyse et le sérotypage des échantillons sont effectués par le laboratoire national de référence (LNR). Si le LNR n’a pas la capacité de réaliser les analyses ou n’est pas le laboratoire qui effectue habituellement la détection, les autorités compétentes peuvent décider de désigner un nombre limité d’autres laboratoires participant au contrôle officiel des salmonelles pour effectuer les analyses.

Ces laboratoires doivent justifier d’une expérience dans l’utilisation de la méthode de détection requise, appliquer un système d’assurance de la qualité conforme à la norme ISO 17025 et être soumis à la supervision du LNR.

Au laboratoire, les échantillons sont maintenus réfrigérés jusqu’au moment de l’examen bactériologique, qui doit être effectué dans les 24 heures suivant leur réception, de sorte que cet examen débute au plus tard 96 heures après le prélèvement des échantillons.

4.1.   Préparation des échantillons

La surface des ganglions lymphatiques est stérilisée avant l’analyse par immersion dans de l’alcool absolu et séchage à l’air.

Tous les ganglions lymphatiques sont regroupés et mis dans un sac en plastique, que l’on ferme. Ils sont ensuite écrasés à l’aide d’un marteau ou d’un outil similaire.

Une fois homogénéisés, les ganglions lymphatiques sont pesés et placés dans un récipient stérile contenant une solution d’eau peptonée tamponnée (EPT) diluée au 1:10 et préchauffée. Le récipient est incubé pour une durée totale de (18 ± 2) heures à (37 ± 1) °C.

4.2.   Méthode de détection

Il convient d’utiliser la méthode recommandée par le laboratoire communautaire de référence (LCR) pour les salmonelles, situé à Bilthoven, aux Pays-Bas.

Cette méthode est décrite dans la version actuelle du projet d’annexe D de la norme ISO 6579:2002: «Recherche de Salmonella spp. dans les matières fécales des animaux et dans des échantillons au stade de la production primaire.» Dans cette méthode, seul le milieu semi-solide modifié Rappaport-Vassiliadis (MSRV) est utilisé comme milieu d’enrichissement sélectif.

4.3.   Sérotypage

Toutes les souches isolées et identifiées comme Salmonella spp. font l’objet d’un sérotypage selon la classification de Kaufmann-White.

Pour garantir la qualité, seize souches typables et seize isolats non typables sont envoyés au LCR. Si le nombre de souches isolées est inférieur, toutes sont envoyées au laboratoire.

4.4.   Lysotypie

Pour la lysotypie d’un isolat de Salmonella sérotype Typhimurium ou Enteritidis (analyse facultative), il convient d’utiliser les méthodes décrites par le centre de référence OMS pour la lysotypie de Salmonella à l’agence de protection sanitaire (Health Protection Agency — HPA), située à Colindale, au Royaume-Uni.

4.5.   Test de sensibilité aux antimicrobiens

En cas de test de sensibilité aux antimicrobiens (facultatif), il convient d’utiliser une méthode validée et contrôlée, comme celles recommandées par le National Committee for Clinical Laboratory Standards (le NCCLS, appelé le Clinical and Laboratory Standards Institute — CLSI — depuis le 1er janvier 2005).

Les méthodes de diffusion sur agar et de dilution en bouillon peuvent toutes deux être utilisées. Les résultats sont communiqués sous forme de données quantitatives (en concentration inhibitrice minimale — CIM — pour les méthodes de dilution et en diamètre de la zone d’inhibition pour les méthodes de diffusion) et qualitatives (proportion des isolats résistants).

Les données qualitatives se fondent sur une interprétation selon les seuils (cut-off values) épidémiologiques présentés par l'European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST), sur le site suivant: http://www.eucast.org

Les isolats sont soumis à des tests de sensibilité aux substances antimicrobiennes suivantes:

—	ampicilline ou amoxicilline,

—	tétracycline,

—	chloramphénicol,

—	florfénicol,

—	acide nalidixique,

—	ciprofloxacine (de préférence) ou enrofloxacine,

—	sulfamide (sulfamétoxazole, de préférence),

—	sulfamide/triméthoprime ou triméthoprime,

—	gentamicine,

—	streptomycine,

—	kanamycine (de préférence) ou néomycine,

—	céphalosporine de 3e génération (céfotaxime, de préférence),

—	colistine (facultatif).

Avant le début de l’étude, les deux États membres organisent des formations à l’intention des parties concernées.

5.   Registres et stockage des échantillons

Toutes les analyses bactériologiques effectuées sur les échantillons sont enregistrées sur un document identique ou analogue au modèle présenté dans le tableau 3.

Toutes les souches isolées sont stockées dans les LNR des deux États membres en veillant à préserver l’intégrité de ces souches pendant cinq ans au moins.

Tous les échantillons de jus de viande prélevés pour la sérologie sont conservés congelés pendant deux ans.

Tableau 3

Exemple d’informations à consigner pour tous les échantillons analysés

Échantillon

Réception

Analyse

Identifiant et type de l’échantillon

Identifiant de l’abattoir

Nom

Date

Heure

Nom

Date

Heure

Pos. ou nég.

Sérotype

Lysotype

Antibiogramme

Code d’archivage

1 E

EU012

PW

3-10-06

12:00

AB

3-10

14:00

Nég.

2 G

EU023

PW

4-10

12:30

AB

4-10

14:00

Pos.

Typh

DT104

ASTSu

(no ID)

3 G

EU083

PW

8-10

16:30

AB

9-10

9:00

Pos.

Agona

s.o.

ASTE

(no ID)

etc.

6.   Rapports de la Bulgarie et de la Roumanie

L’autorité compétente responsable de l’élaboration du rapport annuel national sur la surveillance des salmonelles chez les animaux, conformément à l’article 9 de la directive 2003/1999/CE, doit collecter et évaluer les résultats et transmettre un rapport à la Commission.

Ce rapport mentionne au moins les informations suivantes:

6.1.   Description générale de la réalisation de l’étude

—	description de la population sous revue stratifiée selon la capacité des abattoirs,

—	description de la procédure de randomisation ainsi que du système de notification,

—	taille calculée des échantillons,

—	renseignements sur les autorités et les laboratoires participant à l’échantillonnage, aux analyses et au typage,

—	résultats généraux de l’étude (échantillons analysés par bactériologie, nombre d’échantillons positifs, sérotype, lysotype et antibiogramme).

6.2.   Données complètes sur chaque animal ayant fait l’objet d’un prélèvement et résultats des tests correspondants:

Les États membres communiquent les résultats de l’étude sous forme de données brutes à l’aide du dictionnaire de données et des formulaires de collecte de données fournis par la Commission.

Ce dictionnaire et ces formulaires sont établis par la Commission et contiennent au moins les informations suivantes:

—	identifiant de l’abattoir,

—	capacité de l’abattoir,

—	date et heure du prélèvement d’échantillons,

—	identifiant des échantillons (le numéro),

—	type d’échantillons prélevés: ganglions lymphatiques,

—	date d’expédition au laboratoire.

Pour chaque échantillon envoyé au laboratoire, les États membres recueillent les informations suivantes:

—	identifiant du laboratoire (si plusieurs laboratoires sont concernés),

—	moyens de transport des échantillons,

—	date de réception par le laboratoire,

—	pour l’analyse de ganglions lymphatiques, poids de l’échantillon,

—	résultats pour l’échantillon analysé: «négatif» ou, en cas de détection de Salmonella spp., résultats du sérotypage («Salmonella serovar» ou «non typable»),

—	résultats pour les souches qui ont fait l’objet d’un antibiogramme et/ou d’une lysotypie.

---

(1)  Ce chiffre doit représenter au moins 80 % des porcs à l’engrais abattus dans l’État membre.

(2)  Un échantillon sera prélevé le dix-neuvième jour du mois courant sur la cinquième carcasse traitée.

ANNEXE II

Participation financière maximale accordée par la Communauté à la Bulgarie et à la Roumanie

(en EUR)
État membre	Montant
Bulgarie	4 992
Roumanie	7 800

ANNEXE III

Rapport financier certifié sur la réalisation d’une étude de référence sur la prévalence de Salmonella spp. dans les troupeaux de porcs de boucherie

Période de référence: du 1er avril au 30 septembre 2007

Déclaration des dépenses exposées pour l’étude pouvant bénéficier de la participation financière de la Communauté

Numéro de référence de la décision de la Commission accordant une participation financière de la Communauté: …

…

Dépenses exposées pour	Nombre de tests	Total des dépenses exposées pour les tests pendant la période de référence (en monnaie nationale)
Bactériologie pour Salmonella spp.
Sérotypage d’isolats de salmonelles

Déclaration du bénéficiaire

Nous certifions:

—	que les dépenses susmentionnées sont réelles, qu’elles découlent de l’exécution des tâches définies dans la décision 2007/219/CE de la Commission et qu’elles étaient indispensables à l’accomplissement correct de ces tâches,

—	que tous les justificatifs de ces dépenses sont disponibles à des fins de contrôle.

Date: …

Responsable financier: …

Signature: …