el método de detección de referencia que se establece en el capítulo I del anexo I, o

un método de detección equivalente que figure en el capítulo II del anexo I.

un programa de control de la calidad de las pruebas utilizadas para detectar las triquinas, y

una evaluación periódica de los procedimientos de ensayo, registro y análisis utilizados en el laboratorio.

la trazabilidad de la canal o las canales infestadas y sus partes que contengan tejido muscular;

las medidas para la manipulación de las canales infestadas y sus partes;

la investigación del origen de la infestación y de cualquier propagación entre la fauna salvaje;

las medidas que deban adoptarse a nivel del comercio minorista o del consumo;

las medidas que deban adoptarse en caso de que la canal infestada no pueda ser identificada en el matadero;

la determinación de las especies de Trichinella implicadas.

Un cuchillo o tijeras para cortar las muestras.

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

Una picadora de carne o un mezclador eléctrico.

Un Stomacher Lab-blender 3 500 Thermo model.

Bolsas de plástico adaptadas al Stomacher Lab-blender.

Embudos de separación cónicos de vidrio de una capacidad de 2 l, preferiblemente provistos de llaves de seguridad de Teflón.

Soportes con anillos y fijaciones.

Tamices con una malla de 180 micras y un diámetro exterior de 11 cm, provistos de una rejilla de acero inoxidable o de latón.

Embudos de un diámetro interior mínimo de 12 cm, destinados a recibir los tamices.

Probetas graduadas de vidrio de 100 ml.

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

Un vibrador, por ejemplo, una afeitadora eléctrica sin cabezal.

Un relé que se encienda y se apague a intervalos de un minuto.

Un triquinoscopio provisto de una tabla horizontal o un estereomicroscopio con una fuente de luz de intensidad regulable bajo la platina.

Una cubeta para el cómputo de larvas y varias placas de petri de 9 cm de diámetro como las indicadas en las letras l) y m) del capítulo I, punto 1.

Ácido clorhídrico de 17,5 %.

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

Varios recipientes de 10 l para su utilización en la descontaminación del instrumental, por ejemplo, mediante un tratamiento con formol, y para el jugo digestivo restante en caso de resultados positivos.

Una balanza de precisión de 0,1 g.

Grupos completos de muestras (100 cada vez):

Grupos más pequeños (menos de 100 muestras):

Un embudo Gelman de 1 l con soporte para filtro (diámetro: 45 mm).

Discos filtrantes compuestos de una rejilla circular de acero inoxidable con una malla de 35 micras (diámetro del disco: 45 mm), dos anillos de goma de 1 mm de espesor (diámetro exterior: 45 mm; diámetro interior: 38 mm), quedando la rejilla circular entre los anillos, fijada a ellos con una cola de dos componentes que se adapte a los dos materiales.

Un matraz Erlenmeyer de 3 l provisto de un tubo lateral para aspiración.

Una bomba de filtración.

Bolsas de plástico de una capacidad mínima de 80 ml.

Equipo para sellar las bolsas de plástico.

«Rennilase» 1: 150 000 unidades Soxhlet por gramo.

Grupos completos de muestras (100 cada vez)

Véase la sección A, punto 3, apartado II, letra a).

Grupos más pequeños (menos de 100 muestras)

Véase la sección A, punto 3, apartado II, letra b).

Agregar al líquido de digestión 300-400 g de hielo en laminillas o de hielo triturado para obtener un volumen de, aproximadamente, 2 l. En el caso de grupos más pequeños, la cantidad de hielo deberá reducirse proporcionalmente.

Agitar hasta que el hielo se funda. Dejar reposar el líquido de digestión enfriado durante 3 minutos por lo menos, para que las larvas puedan enrollarse.

Colocar el embudo Gelman, provisto de un soporte para filtro, en el cual se encuentra un disco filtrante, sobre el matraz Erlenmeyer conectado a una bomba de filtración.

Introducir el líquido de digestión en el embudo Gelman y filtrar. Hacia el final, se podrá acelerar el paso del líquido a través del filtro procediendo a una aspiración mediante la bomba de filtración. Deberá terminarse la aspiración antes de que el filtro se seque, es decir, cuando queden entre 2 y 5 ml de líquido en el embudo.

Después de la filtración de todo el líquido de digestión, quitar el disco filtrante y colocarlo en una bolsa de plástico de 80 ml agregando de 15 a 20 ml de solución de «rennilase». Para obtener la solución de «rennilase» se introducirán 2 g de «rennilase» en 100 ml de agua del grifo.

Sellar dos veces la bolsa de plástico y colocarla en el Stomacher entre la bolsa interior y la bolsa exterior.

Triturar en el Stomacher durante 3 minutos, por ejemplo mientras se utiliza el aparato para el análisis de un grupo completo o incompleto de muestras.

Después de 3 minutos, quitar del Stomacher la bolsa de plástico que contiene el disco filtrante y la solución de «rennilase» y abrirla con la ayuda de tijeras. Introducir el líquido en una cubeta para el cómputo de larvas o en una placa de petri. Lavar la bolsa con 5-10 ml de agua, que luego se introducirá en la cubeta para la triquinoscopia, o en una placa de petri, para su examen en el estereomicroscopio.

Los líquidos de digestión deberán examinarse desde el momento en que estén dispuestos. En ningún caso se podrá posponer el examen al día siguiente.

Nota: No se deberán utilizar nunca discos filtrantes que no estén perfectamente limpios. No se deberán secar nunca discos filtrantes si no están limpios. Los discos filtrantes pueden limpiarse dejándolos en una solución de «rennilase» durante la noche. Antes de su utilización, se deberán lavar en el Stomacher en una solución nueva de «rennilase».

Un cuchillo o tijeras para cortar las muestras.

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

Un mezclador Trichomatic 35 (Trichomatic 35® blender) con dispositivo de filtrado.

Una solución de ácido clorhídrico de 8,5 % ± 0,5 % en peso.

Filtros de membrana de policarbonato transparente con un diámetro de 50 mm y con poros de 14 micras.

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

Una balanza de precisión de 0,1 g.

Pinzas con punta plana.

Varias platinas de microscopio de una anchura mínima de 5 cm o varias placas de petri de un diámetro mínimo de 6 cm cuyo fondo se haya dividido en cuadrados de 10 × 10 mm mediante un instrumento puntiagudo.

Un (estereo)microscopio con luz transmitida (aumento de 15 a 60 veces) o un triquinoscopio provisto de una tabla horizontal.

Un recipiente para recoger líquidos residuales.

Varios recipientes de 10 l para su utilización en la descontaminación del instrumental, por ejemplo, mediante un tratamiento con formol, y para el jugo digestivo restante en caso de resultados positivos.

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

Instalar el mezclador con el dispositivo de filtrado, conectar el tubo de descarga y situarlo de modo que vierta en el recipiente para residuos.

Cuando se ponga en marcha el mezclador, se iniciará el calentamiento.

Antes de hacerlo, deberá abrirse y cerrarse la válvula situada debajo de la cámara de reacción.

A continuación se añaden hasta un máximo de 35 muestras de aproximadamente 1 g (a 25-30 °C) obtenidas de cada una de las muestras individuales de conformidad con el punto 2. Comprobar que se hayan eliminado los trozos más grandes de tendones, ya que podrían obstruir el filtro de membrana.

Verter agua hasta el borde del recipiente para líquidos conectado al mezclador (aproximadamente 400 ml).

Verter aproximadamente 30 ml de ácido clorhídrico (8,5 %) en el recipiente de líquidos más pequeño, también conectado.

Colocar un filtro de membrana bajo el filtro grueso del dispositivo de filtrado.

Por último, añadir 7 g de pepsina o 21 ml de pepsina líquida. Este orden debe respetarse escrupulosamente para evitar la descomposición de la pepsina.

Cerrar las tapas de las cámaras de reacción y de líquidos.

Seleccionar el período de digestión. Deberá seleccionarse un período de digestión breve (5 minutos) para cerdos en edad normal de sacrificio y un período de digestión más prolongado (8 minutos) para otras muestras.

Cuando se pulsa el botón de encendido del mezclador se inicia automáticamente el proceso de dispensación y digestión, con posterior filtrado. Después de entre 10 y 13 minutos, el proceso ha concluido y se detiene automáticamente.

Abrir la tapa de la cámara de reacción tras comprobar que esté vacía. Si en la cámara queda espuma o restos de líquido de digestión, repetir el procedimiento de conformidad con la sección V.

Quitar el soporte del filtro y transferir el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

Examinar el filtro de membrana con un (estereo)microscopio o un triquinoscopio.

En caso de resultado positivo, llenar dos tercios de la cámara de reacción del mezclador con agua hirviendo. Verter agua del grifo normal en el recipiente conectado que contiene los líquidos hasta que quede cubierto el sensor inferior. Efectuar el programa automático de limpieza. Descontaminar el soporte para filtro y todo el material restante, por ejemplo, con formol.

Al finalizar la jornada de trabajo, llenar con agua el recipiente para líquidos del mezclador y realizar un ciclo normal.

Cerrar la válvula inferior de la cámara de reacción.

Quitar el soporte del filtro y transferir el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

Colocar un nuevo filtro de membrana en el soporte del filtro y fijar este.

Verter agua en el recipiente para líquidos del mezclador hasta que quede cubierto el sensor inferior.

Realizar el ciclo automático de limpieza.

Una vez haya concluido el ciclo de limpieza, abrir la tapa de la cámara de reacción y comprobar si queda líquido.

Si la cámara está vacía, quitar el soporte del filtro y transferir con las pinzas el filtro de membrana a una platina o una placa de petri.

Examinar los dos filtros de membrana con arreglo a la sección II. Si no pueden examinarse los filtros, repetir todo el proceso de digestión con un tiempo de digestión más largo de conformidad con la sección I.

Cuchillo o tijeras y pinzas para cortar las muestras.

Bandejas divididas en 50 cuadrados que puedan contener, cada uno, muestras de carne de 2 g, aproximadamente, u otros instrumentos que ofrezcan garantías equivalentes por lo que respecta a la trazabilidad de las muestras.

Un mezclador con una cuchilla afilada. En caso de que las muestras pesen más de 3 g, deberá utilizarse una picadora de carne con aperturas de entre 2 y 4 mm o unas tijeras. Si se trata de carne o lengua congeladas (una vez retirada la capa superficial, que no puede ser digerida), se precisará una picadora de carne, y el tamaño de la muestra deberá aumentarse considerablemente.

Agitadores magnéticos provistos de una placa térmica controlada por termostado y barras recubiertas de Teflón de unos 5 cm.

Vasos de precipitados de vidrio de una capacidad de 3 l.

Tamices con una malla de 180 micras y un diámetro exterior de 11 cm, provistos de una rejilla de acero inoxidable.

Equipo de filtración en acero de 20 μm para filtros de embudo con malla de acero.

Bomba de vacío.

Depósitos de metal o plástico de 10 a 15 l de capacidad para recoger el jugo digestivo.

Un balancín 3D giratorio.

Hoja de aluminio.

Ácido clorhídrico al 25 %.

Pepsina con una concentración de 1:10 000 NF (US National Formulary), correspondiente a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) y a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), o pepsina líquida estabilizada, con una concentración mínima de 660 unidades de la Farmacopea Europea/ml.

Agua de grifo calentada a una temperatura de 46 a 48 °C.

Una balanza de precisión de 0,1 g.

Pipetas de diferentes tamaños (1, 10 y 25 ml), micropipetas para aglutinación del látex según las instrucciones del fabricante, y soportes para pipetas.

Filtros con una malla de nilón de 20 micras y un diámetro adecuado al sistema de filtración.

Fórceps de plástico o acero de 10 a 15 cm.

Viales cónicos de 15 ml.

Una mano de mortero con un extremo cónico de Teflón o acero que se adapte a los viales cónicos.

Un termómetro de una precisión de 0,5 °C con una graduación de 1 a 100 °C.

Placas de aglutinación del látex del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validadas con el código no EURLP_D_001/2011.

Solución tampón con conservante (diluyente muestra) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

Solución tampón con conservante (control negativo) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

Solución tampón con antígenos de Trichinella spiralis y conservante (control positivo) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

Solución tampón con partículas de poliestireno recubiertas de anticuerpos, y con conservante (microesferas de látex) del kit de prueba para la detección del antígeno L de la triquina, validada con el código no EURLP_D_001/2011.

Bastoncillos desechables.

Añadir 16 ± 0,5 ml de una concentración con 25 % de ácido clorhídrico (0,2 % de la mezcla final) a un vaso de precipitados de 3 litros que contenga 2 litros ± 200 ml de agua del grifo, precalentada a una temperatura de entre 46 °C y 48 °C; colocar el agitador en el vaso de precipitados, el vaso de precipitados en la cubeta previamente calentada y comenzar a agitar.

Añadir 10 ± 1 g de pepsina en polvo (o 30 ± 3 ml de pepsina líquida).

Triturar en el mezclador 100-115 g de muestras obtenidas de acuerdo con el punto 2 junto con 150 ml de digestión ± 15 ml de solución amortiguadora previamente calentada.

Introducir la carne picada en el vaso de precipitados de 3 litros que contenga el agua, la pepsina y el ácido clorhídrico.

Introducir varias veces el dispositivo de triturado del mezclador en el líquido de digestión del vaso de precipitados y enjuagar la taza del mezclador con una pequeña cantidad de líquido de digestión para quitar la carne que aún esté adherida.

Cubrir el vaso de precipitados con papel de aluminio.

Regular el agitador magnético de tal forma que durante su funcionamiento mantenga una temperatura constante de entre 44 °C y 46 °C. Durante la agitación, el líquido de digestión deberá girar a una velocidad suficiente como para formar un remolino profundo sin salpicaduras.

Agitar el líquido de digestión hasta que desaparezcan las partículas de carne (durante 30 minutos aproximadamente). Detener el mezclador y verter el líquido de digestión a través del tamiz en el embudo de separación. Pueden ser necesarios períodos más largos de digestión (que no superen los 60 minutos) para determinados tipos de carne (lengua, carne de caza, etc.).

Se considera satisfactorio el proceso de digestión si no permanece más del 5 % del peso de la muestra inicial en el tamiz.

Colocar el filtro con malla de nailon de 20 micras en el soporte de filtración. Fijar el embudo de separación cónico de acero al soporte con el sistema de bloqueo y colocar el tamiz de acero de malla de 180 micras en el embudo. Conectar la bomba de vacío al soporte de filtración y al depósito de metal o de plástico para recoger el líquido de digestión.

Dejar de agitar y verter el líquido de digestión en el embudo de separación a través del tamiz. Enjuagar el vaso de precipitados con 250 ml aproximadamente de agua caliente. Verter el líquido del enjuagado en la rampa de filtración una vez se ha filtrado adecuadamente el líquido de digestión.

Agarrar la membrana de filtración por el borde con el fórceps para extraerla. Doblarla en cuatro, como mínimo, y colocarla en el tubo cónico de 15 ml. Usar un tubo cónico adecuado para la mano del mortero.

Empujar la membrana de filtración hasta el fondo del tubo cónico de 15 ml con la mano del mortero y prensarla con fuerza mediante aproximadamente veinte movimientos sucesivos de vaivén de la mano del mortero, que se habrá colocado sobre la membrana de filtración siguiendo las instrucciones del fabricante.

Pipetear 0,5 ml ± 0,01 ml del diluyente de muestra en el tubo cónico de 15 ml y homogeneizar la membrana de filtración con la mano del mortero mediante ligeros movimientos de vaivén durante 30 segundos aproximadamente, evitando movimientos bruscos que produzcan salpicaduras siguiendo las instrucciones del fabricante.

Distribuir cada muestra, junto con el control negativo y el control positivo, en distintos campos de las placas de aglutinación con pipetas siguiendo las instrucciones del fabricante.

Pipetear las microesferas de látex en cada campo de las placas de aglutinación siguiendo las instrucciones del fabricante sin que entren en contacto con las muestras ni con los controles. En cada campo, mezclar las microesferas de látex suavemente con un bastoncillo desechable hasta que quede totalmente cubierto por un líquido homogéneo.

Colocar la placa de aglutinación en el balancín 3D giratorio y agitar durante 10 ± 1 minutos siguiendo las instrucciones del fabricante.

Una vez transcurrido el tiempo indicado en las instrucciones del fabricante, detener la agitación; colocar la placa de aglutinación en una superficie plana y leer inmediatamente los resultados de la reacción de acuerdo con las instrucciones. Si la muestra es positiva, aparecen agregados de microesferas. Si es negativa, la suspensión se mantiene homogénea y no se forman agregados de microesferas.

La carne que se haya entregado congelada se mantendrá en este estado.

La instalación técnica y la alimentación de energía de la cámara frigorífica deberán ser tales que la temperatura requerida pueda alcanzarse con gran rapidez y mantenerse en todas las partes de la cámara frigorífica y de la carne.

Antes de la congelación deberán quitarse los embalajes aislantes, salvo que la carne ya esté en todas sus partes a la temperatura requerida en el momento de su introducción en la cámara frigorífica o esté embalada de modo que el embalaje no le impida alcanzar la temperatura requerida en el tiempo previsto.

Los lotes deberán conservarse por separado en la cámara frigorífica y guardarse bajo llave.

Deberán anotarse, para cada lote, el día y la hora de su introducción en la cámara frigorífica.

La temperatura en la cámara frigorífica no deberá superar los – 25 °C. Deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. No deberá medirse directamente en las corrientes de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos correspondientes del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

Las carnes cuyo diámetro o cuyo espesor sea igual o inferior a 25 cm deberán congelarse durante 240 horas consecutivas como mínimo, y aquellas cuyo diámetro o cuyo espesor esté comprendido entre 25 y 50 cm durante 480 horas consecutivas como mínimo. Este proceso de congelación no deberá aplicarse a carnes cuyo diámetro o espesor sean superiores a los mencionados. El tiempo de congelación se calculará a partir del momento en que se alcance en la cámara de congelación la temperatura contemplada en la letra f).

Las carnes cuyo diámetro o espesor sea igual o inferior a 15 cm deberán congelarse conforme a una de las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

Las carnes cuyo diámetro o espesor estén comprendidos entre 15 y 50 cm deberán congelarse conforme a una de las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

La temperatura en la cámara frigorífica no deberá superar el nivel de la temperatura de inactivación seleccionada. Deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. No deberá medirse directamente en las corrientes de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos correspondientes del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

Cuando se utilicen túneles de congelado y no se sigan estrictamente los procedimientos descritos en las partes A y B, el operador de la empresa alimentaria deberá poder demostrar a la autoridad competente que el método alternativo es eficaz para matar las triquinas en la carne de cerdo.

Se aplicarán las disposiciones generales previstas en las letras a) a e) de la sección A (método no 1), con las siguientes combinaciones de tiempo y temperatura:

La temperatura deberá medirse utilizando instrumentos termoeléctricos calibrados y registrarse continuamente. La sonda del termómetro se insertará en el centro de un trozo de carne cuyo tamaño no sea inferior al del trozo más grueso que se vaya a congelar. El trozo deberá colocarse en el lugar menos favorable de la cámara frigorífica, lejos del sistema de refrigeración y no directamente en la corriente de aire frío. Los instrumentos se guardarán bajo llave. Los gráficos de temperaturas deberán incluir los datos numéricos del registro de la inspección de las carnes en el momento de la importación, así como el día y la hora del comienzo y del final de la congelación, y deberán conservarse durante un año.

Se tomarán muestras con un peso mínimo de 10 g de los músculos de la lengua o de los maseteros de los caballos y de la pata delantera, la lengua o el diafragma de los jabalíes.

Cuando se trate de caballos, si no se dispone de estos músculos se tomará una muestra mayor de un pilar del diafragma en la zona de transición hacia la parte tendinosa. Los músculos estarán exentos de tejido conjuntivo y de grasa.

Una muestra de un peso mínimo de 5 g se digerirá conforme al método de detección de referencia previsto en el capítulo I o un método equivalente previsto en el capítulo II. Para cada digestión, el peso total de músculo que se examine no deberá exceder de 100 g para el método previsto en el capítulo I y los métodos A y B previstos en el capítulo II, y de 35 g, para el método C previsto en el capítulo II.

En caso de resultado positivo se tomará otra muestra de 50 g para un posterior análisis independiente.

Sin perjuicio de las normas de protección de las especies animales, deberá analizarse toda la carne de animales de caza que no sean jabalíes, como los osos, mamíferos carnívoros (incluidos los mamíferos marinos) y reptiles, tomando una muestra de 10 g de músculo de los sitios preferidos o cantidades mayores si no se dispone de estos sitios. Los sitios preferidos son:

El tiempo de digestión deberá ser el suficiente para garantizar una digestión adecuada de los tejidos de estos animales, pero no deberá exceder de 60 minutos.

haber tomado todas las precauciones prácticas por lo que respecta a la construcción y el mantenimiento de los edificios para evitar que entren roedores, otros mamíferos o aves carnívoras en los locales en que se guarda el ganado;

aplicar un programa de control de plagas, en particular contra roedores, a fin de evitar de forma eficaz la infestación de los cerdos, y mantener registros sobre dicho programa a satisfacción de la autoridad competente;

velar por que todos los piensos procedan de fábricas que produzcan piensos con arreglo a los principios establecidos en el Reglamento (CE) no 183/2005 del Parlamento Europeo y del Consejo ( 1 );

almacenar los piensos destinados a animales de especies sensibles a las triquinas en silos cerrados u otros contenedores en los que no puedan entrar roedores, y velar por que todos los demás piensos hayan sido sometidos a tratamiento térmico o producidos y almacenados a satisfacción de la autoridad competente;

garantizar que los cadáveres de los animales se recojan, identifiquen y transporten inmediatamente de acuerdo con los artículos 21 y 22 del Reglamento (CE) no 1069/2009 y con el anexo VIII del Reglamento (UE) no 142/2011;

informar a la autoridad competente en caso de que se instale un vertedero en las proximidades de la explotación. La autoridad competente deberá, a continuación, evaluar los riesgos y decidir si la explotación puede obtener el reconocimiento oficial de que cumple las condiciones controladas de estabulación;

velar por que los cerdos domésticos estén identificados de manera que sea posible localizar la explotación de origen;

garantizar que solo se introduzcan en la explotación cerdos domésticos originarios o procedentes de explotaciones cuyo cumplimiento de las condiciones controladas de estabulación haya sido reconocido oficialmente;

velar por que ningún cerdo doméstico haya tenido acceso al exterior, salvo que el operador pueda demostrar, mediante análisis del riesgo, a satisfacción de las autoridades competentes que el período de tiempo, las instalaciones y las circunstancias del acceso al exterior no presentan ningún riesgo de introducción de triquinas en la explotación;

velar por que ninguno de los cerdos de cría y de producción, tal como se definen en el artículo 2, apartado 2, letra c), de la Directiva 64/432/CEE, haya sido descargado después de salir de la explotación de origen, en un centro de concentración, tal como se definen en el artículo 2, apartado 2, letra o), de la Directiva 64/432/CEE, a menos que dicho centro cumpla lo establecido en las letras a) a i) y que todos los cerdos domésticos agrupados en el centro para su envío son originarios y procedentes de explotaciones o compartimentos cuyo cumplimiento de las condiciones controladas de estabulación haya sido reconocido oficialmente.

los análisis de los animales criados en condiciones controladas de estabulación,

los análisis de las cerdas de cría, los verracos y los cerdos de engorde.