a)

Uma faca ou tesoura e pinças para a colheita das amostras.

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, podendo cada um conter amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que deem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras.

c)

Um misturador dotado de uma lâmina trituradora afiada. Caso as amostras sejam maiores do que 3 g, deverá utilizar-se um triturador com orifícios de 2 a 4 mm ou tesouras. No caso de carne ou língua congeladas (após remoção da camada superficial, que não pode ser digerida) é necessário um triturador e o tamanho da amostra será aumentado consideravelmente.

d)

Agitadores magnéticos, munidos de placa de aquecimento termostaticamente controlada e de varetas revestidas de teflon com um comprimento de, aproximadamente, 5 cm.

e)

Ampolas de decantação cónicas em vidro com capacidade de, pelo menos 2 litros, de preferência munidas de torneiras de segurança em teflon.

f)

Suportes com anéis e fixações.

g)

Peneiras, dimensão da malha 180 mícrones, diâmetro exterior de 11 cm, com malha em aço inoxidável.

h)

Funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm, destinados a receber as peneiras.

i)

Copos em vidro com uma capacidade de 3 litros.

j)

Provetas em vidro graduadas com uma capacidade de 50 a 100 ml ou tubos de centrifugação.

k)

Um triquinoscópio provido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscópio com uma fonte de luz subplatina de intensidade ajustável.

l)

Uma série de placas de Petri (quando se utiliza o estereomicroscópio) de 9 cm de diâmetro com fundo dividido em quadrados de exame de 10 × 10 mm por meio de um instrumento pontiagudo.

m)

Uma bacia para a contagem de larvas (quando se utiliza o triquinoscópio) formada por placas acrílicas com 3 mm de espessura e com as seguintes características:

n)

Folha de alumínio.

o)

Ácido clorídrico a 25 %.

p)

Pepsina, em concentração 1:10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) e a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), ou pepsina líquida estabilizada com, pelo menos, 660 unidades da Farmacopeia Europeia/ml.

q)

Água da torneira aquecida a uma temperatura entre 46° e 48°C.

r)

Uma balança com uma precisão de, pelo menos, 0,1 g.

s)

Tabuleiros de metal com uma capacidade de 10 a 15 litros para recolher os restantes fluidos de digestão.

t)

Pipetas de diferentes tamanhos (1, 10 e 25 ml) e suportes de pipetas.

u)

Um termómetro com uma precisão de 0,5°C na gama de 1° a 100°C.

v)

Sifão para água da torneira.

a)

No caso de carcaças inteiras de suínos domésticos, colher uma amostra de, pelo menos, 1 g de um dos pilares do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. Pode utilizar-se uma pinça especial de triquinas, caso se possa assegurar uma precisão entre 1,00 e 1,15 g.

No caso de porcas reprodutoras e de javalis, colher uma amostra maior de, pelo menos, 2 g de um pilar do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa.

Se não houver pilares do diafragma, colher o dobro da quantidade de amostra, 2 g (ou 4 g no caso de porcas reprodutoras e javalis), da parte do diafragma situada junto às costelas ou ao esterno, dos músculos mastigadores, da língua ou da musculatura abdominal.

b)

Para as peças de carne, colher uma amostra de, pelo menos, 5 g dos músculos estriados, que contenham pouca gordura e, na medida do possível, perto dos ossos ou dos tendões. Colher a mesma quantidade de amostra de carne não destinada a cozedura completa nem a outros tipos de transformação pós-abate.

c)

Para amostras congeladas, colher para análise uma amostra de, pelo menos, 5 g de tecido muscular estriado.

O peso das amostras de carne refere-se a uma amostra de carne sem qualquer gordura nem fáscia. Deve ser prestada atenção especial ao colher amostras de músculo da língua, no sentido de evitar a contaminação com a camada superficial da língua, que é indigestível e pode impedir a leitura do sedimento.

a)

Adicionar 16 ± 0,5 ml de ácido clorídrico para dentro de um copo de 3 litros contendo 2,0 litros de água da torneira, aquecida a uma temperatura de 46° a 48°C; colocar uma vareta agitadora no copo, colocar o copo na placa pré-aquecida e iniciar o processo de agitação.

b)

Adicionar 10 ± 0,2 g de pepsina ou 30 ± 0,5 ml de pepsina líquida.

c)

Triturar no misturador 100 g de amostras colhidas de acordo com as indicações previstas no n.o 2.

d)

Transferir a carne triturada para o copo de três litros que contém a água, pepsina e ácido clorídrico.

e)

Mergulhar várias vezes o dispositivo de triturar do misturador no fluido de digestão que se encontra no copo e enxaguar a taça do misturador com uma pequena quantidade do fluido de digestão para remover eventuais pedaços de carne que ainda aí se encontrem.

f)

Cobrir o copo com folha de alumínio.

g)

Regular o agitador magnético de forma a que possa manter durante todo o período de funcionamento uma temperatura constante de 44° a 46°C. No decurso do processo de agitação, o fluido de digestão deve rodar a uma velocidade suficientemente elevada para formar um profundo turbilhão sem provocar salpicos.

h)

O fluido de digestão é agitado até que as partículas de carne desapareçam (cerca de 30 minutos). O agitador é, então, desligado e o fluido de digestão é filtrado através da peneira para o funil de sedimentação. Podem ser necessários períodos de digestão mais longos (não superiores a 60 minutos) na transformação de determinados tipos de carne (língua, caça, etc.).

i)

Considera-se que o processo de digestão é satisfatório quando não permanecer na peneira mais de 5 % do peso inicial da amostra.

j)

Deixar o fluido de digestão na ampola de decantação durante 30 minutos.

k)

Depois de 30 minutos, transferir rapidamente uma amostra de 40 ml do fluido de digestão para a proveta graduada ou para o tubo de centrifugação.

l)

Os fluidos de digestão e outros resíduos líquidos são mantidos num tabuleiro até à conclusão da leitura dos resultados.

m)

Deixar os 40 ml de fluido de digestão no funil durante 10 minutos. Retirar cuidadosamente por aspiração 30 ml de sobrenadante para remover as camadas superiores e deixar um volume não superior a 10 ml.

n)

A amostra de 10 ml do sedimento remanescente é vertida para uma bacia para a contagem de larvas ou para uma placa de Petri.

o)

Enxaguar a proveta graduada ou o tubo de centrifugação com uma quantidade não superior a 10 ml de água da torneira, que terá de ser acrescentada à amostra na bacia de contagem de larvas ou na placa de Petri. Em seguida, a amostra é examinada no triquinoscópio ou no estereomicroscópio, com uma ampliação de 15 a 20 vezes. É permitida a visualização com recurso a outras técnicas, desde que o exame de amostras positivas de controlo tenha revelado um resultado igual ou melhor que os métodos tradicionais de visualização. Em todos os casos de áreas suspeitas ou formas semelhantes a parasitas, devem ser utilizadas ampliações de 60 a 100 vezes.

p)

Os fluidos de digestão devem ser examinados mal estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

Se os fluidos de digestão não forem examinados num prazo de 30 minutos a seguir à sua preparação, devem ser clarificados do seguinte modo: verter a amostra final de cerca de 40 ml para uma proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. Retirar 30 ml do fluido sobrenadante, deixando um volume de 10 ml. Este volume é completado até 40 ml com água da torneira. Depois de um novo período de repouso de 10 minutos, colher 30 ml do sobrenadante, por aspiração, para que não sobrem mais de 10 ml, que serão analisados numa placa de Petri ou numa bacia para a contagem de larvas. Lavar a proveta graduada com, no máximo, 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra na placa de Petri ou na bacia para a contagem de larvas para se proceder ao exame.

Se o exame mostrar que o sedimento não é límpido, dever-se-á verter a amostra para uma proveta graduada e o seu volume deverá ser completado com água da torneira até se obter um volume de 40 ml. Seguidamente aplica-se o procedimento descrito no presente ponto. O procedimento pode ser repetido duas a quatro vezes, até o fluido se encontrar suficientemente límpido para se proceder a uma leitura fiável.

a)

Uma faca ou tesoura para cortar as amostras.

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, podendo cada um conter amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que deem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras.

c)

Triturador ou misturador elétrico.

d)

Um Stomacher Lab-blender 3 500, modelo Thermo.

e)

Sacos de plástico adaptados ao Stomacher Lab-blender.

f)

Ampolas de decantação cónicas com capacidade para 2 litros, de preferência munidas de torneiras de segurança em teflon.

g)

Suportes com anéis e fixações.

h)

Peneiras, dimensão da malha 180 mícrones, diâmetro exterior de 11 cm, com malha em aço inoxidável ou latão.

i)

Funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm, destinados a receber as peneiras.

j)

Provetas graduadas de 100 ml em vidro.

k)

Um termómetro com uma precisão de 0,5°C na gama de 1° a 100°C.

l)

Um vibrador, por exemplo uma máquina de barbear elétrica sem cabeça.

m)

Um interruptor que acenda e apague de minuto a minuto.

n)

Um triquinoscópio provido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscópio com uma fonte de luz subplatina de intensidade ajustável.

o)

Uma bacia para a contagem das larvas e uma série de placa de Petri de 9 cm de diâmetro, como descrito no capítulo I, n.o 1, alíneas l) e m).

p)

Ácido clorídrico a 17,5 %.

q)

Pepsina, em concentração 1:10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) e a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), ou pepsina líquida estabilizada com, pelo menos, 660 unidades da Farmacopeia Europeia/ml.

r)

Vários recipientes de 10 litros a utilizar para a descontaminação dos aparelhos e utensílios com, por exemplo, formol e para o restante fluido de digestão, sempre que as amostras apresentem um resultado positivo.

s)

Uma balança com uma precisão de 0,1 g.

a)

grupos completos de amostras (100 amostras de cada vez):

b)

grupos mais pequenos (menos de 100 amostras):

—

juntar gelo ao fluido de digestão (300 a 400 g de gelo em palhetas ou de gelo picado) para se obter um volume de cerca de dois litros. Agitar o fluido de digestão até o gelo derreter. No caso de grupos mais pequenos [ver ponto II, alínea b)], a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade;

—

transferir o fluido de digestão arrefecido para uma ampola de decantação de dois litros munida de um vibrador fixado por uma pinça suplementar;

—

para a sedimentação, deixar o fluido na ampola de decantação durante 30 minutos, alternando um minuto de vibração e um minuto de repouso;

—

depois de 30 minutos, introduzir rapidamente 60 ml de sedimento numa proveta graduada de 100 ml (depois da utilização, enxaguar o funil com uma solução detergente);

—

deixar repousar a amostra de 60 ml durante, pelo menos, 10 minutos, aspirar o sobrenadante até ficar na proveta um volume de 15 ml, que será examinado para a deteção da presença de larvas;

—

para a aspiração, pode-se utilizar uma seringa descartável, munida de um tubo de plástico. O comprimento deste deverá ser tal que fiquem 15 ml de líquido na proveta graduada quando a parte superior da seringa se encontrar ao nível do bordo do cilindro;

—

introduzir os restantes 15 ml na bacia para a contagem das larvas ou em duas placas de Petri e examiná-los ao triquinoscópio ou ao estereomicroscópio;

—

lavar a proveta graduada com 5 a 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra;

—

os fluidos de digestão devem ser examinados mal estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

—

verter a amostra final de 60 ml para uma proveta graduada e deixar repousar durante 10 minutos; retirar 45 ml do sobrenadante por aspiração e juntar aos 15 ml restantes água da torneira até obter um volume total de 45 ml;

—

depois de um novo período de repouso de 10 minutos, retirar 30 ml do fluido sobrenadante por aspiração, verter os 15 ml remanescentes numa placa de Petri ou numa bacia para a contagem de larvas, para se proceder ao exame;

—

lavar a proveta graduada com 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra na placa de Petri ou na bacia para a contagem de larvas para se proceder ao exame.

a)

Um funil Gelman de um litro com suporte para filtro (diâmetro: 45 mm);

b)

Discos filtrantes que consistem numa rede circular em aço inoxidável com uma malha de 35 mícrones (diâmetro do disco: 45 mm), dois anéis de borracha com 1 mm de espessura (diâmetro externo: 45 mm, diâmetro interno: 38 mm), devendo a rede circular ser colocada entre os dois anéis de borracha e fixada por meio de uma cola de dois componentes adequada aos dois materiais;

c)

Um frasco de Erlenmeyer de três litros munido de um tubo lateral para aspiração;

d)

Uma bomba de água;

e)

Sacos de plástico com pelo menos 80 ml de capacidade;

f)

Equipamento para fechar sacos de plástico;

g)

Renilase em concentração 1:150 000 unidades Soxhlet por grama.

a)

Grupos completos de amostras (100 amostras de cada vez)

Ver ponto A, n.o 3, parte II, alínea a).

b)

Grupos mais pequenos (menos de 100 amostras)

Ver ponto A, n.o 3, parte II, alínea b).

a)

Juntar gelo ao fluido de digestão (300 a 400 g de gelo em palhetas ou de gelo picado) para se obter um volume de cerca de dois litros. No caso de grupos mais pequenos, a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade.

b)

Agitar o fluido de digestão até o gelo derreter. Deixar repousar o fluido de digestão, arrefecido durante 3 minutos pelo menos, para que as larvas se possam enrolar.

c)

Montar o funil Gelman, munido de um suporte para filtro, no qual se encontre um disco filtrante, num frasco de Erlenmeyer ligado a uma bomba de água.

d)

Introduzir o fluido de digestão no funil Gelman e filtrar. Quase no final da filtração, a passagem do fluido de digestão através do filtro pode ser auxiliada procedendo-se a uma aspiração por meio da bomba de água. Terminar a aspiração antes que o filtro seque, quer dizer, quando ficarem no funil 2 a 5 ml de fluido.

e)

Depois da filtração de todo o fluido de digestão, retirar o disco filtrante e colocá-lo num saco de plástico com uma capacidade de 80 ml, acrescentando 15 a 20 ml de solução de renilase. Para se obter a solução de renilase, introduz-se 2 g de renilase em 100 ml de água da torneira.

f)

Fechar o saco de plástico com soldagem dupla e colocá-lo no Stomacher entre o saco interior e o exterior.

g)

Triturar no Stomacher durante três minutos, por exemplo, quer se trate de um grupo completo ou incompleto de amostras.

h)

Passados 3 minutos, tirar do Stomacher o saco de plástico que contém o disco filtrante e a solução de renilase e abri-lo por meio de tesouras. Verter o líquido para uma bacia para a contagem de larvas ou uma placa de Petri. Lavar o saco com 5 a 10 ml de água, que são em seguida introduzidos na bacia para a contagem de larvas, para exame por triquinoscopia, ou numa placa de Petri, para exame no estereomicroscópio.

i)

Os fluidos de digestão devem ser examinados logo que estejam prontos. Em caso algum se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

Nota: Não utilizar nunca discos filtrantes que não estejam perfeitamente limpos. Nunca secar os discos filtrantes se não estiverem limpos. Os discos podem ser limpos deixando-os numa solução de renilase durante a noite. Antes de serem utilizados devem ser lavados no Stomacher com uma solução de renilase.

a)

Uma faca ou tesoura para cortar as amostras.

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, podendo cada um conter amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que deem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras.

c)

Misturador Trichomatic 35®, com dispositivo de filtração.

d)

Ácido clorídrico a 8,5 % ±0,5 % em peso.

e)

Filtros de membrana de policarbonato transparente com um diâmetro de 50 mm, com poros de 14 mícrones.

f)

Pepsina em concentração 1:10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) e a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), ou pepsina líquida estabilizada com, pelo menos, 660 unidades da Farmacopeia Europeia/ml.

g)

Uma balança com uma precisão de 0,1 g.

h)

Pinças com uma extremidade plana.

i)

Algumas lâminas de microscópio com um comprimento lateral de, pelo menos, 5 cm ou algumas placas de Petri com um diâmetro de, pelo menos, 6 cm, divididas no lado inferior em áreas quadradas de 10 × 10 mm, usando um instrumento pontiagudo.

j)

Um (estereo) microscópio com luz transmitida (ampliação de 15 a 60 vezes) ou um triquinoscópio com uma mesa horizontal.

k)

Um caixote para recolha de resíduos líquidos.

l)

Vários recipientes de 10 litros a utilizar para a descontaminação dos aparelhos e utensílios com, por exemplo, formol e para o restante fluido de digestão, sempre que as amostras apresentem um resultado positivo.

m)

Um termómetro com uma precisão de 0,5 °C na gama de 1° a 100°C.

a)

Colocar o misturador com dispositivo de filtração, ligar o tubo de descarga e colocar o tubo no caixote para recolha de resíduos.

b)

Quando o misturador estiver ligado, iniciar-se-á o aquecimento.

c)

Antes do início da operação, a válvula do fundo, localizada por baixo da câmara de reação, deverá ser aberta e fechada.

d)

Juntar, em seguida, um número de amostras não superior a 35, aproximadamente de 1 g cada uma (a uma temperatura de 25 a 30°C), colhidas de cada uma das amostras individuais, de acordo com o processo referido no n.o 2. Certificar-se de que são retiradas as partes maiores dos tendões, visto poderem entupir o filtro de membrana.

e)

Verter água até à extremidade de uma câmara de líquidos ligada ao misturador (aproximadamente 400 ml).

f)

Verter cerca de 30 ml de ácido clorídrico (8,5 %) até à extremidade da câmara de líquidos mais pequena, ligada ao misturador.

g)

Colocar um filtro de membrana sob o filtro grosseiro no suporte do filtro do dispositivo de filtração.

h)

Por fim, adicionar 7 g de pepsina ou 21 ml de pepsina líquida. Esta ordem deve ser seguida rigorosamente para evitar a decomposição da pepsina.

i)

Fechar as tampas das câmaras de reação e de líquido.

j)

Selecionar o período de digestão. Deve ser definido um curto período de digestão (cinco minutos) para suínos em idade normal de abate e um período de digestão mais longo (oito minutos) para outras amostras.

k)

Quando for acionado o botão do misturador, o processo de dosagem e digestão começa automaticamente, seguido pela filtração. Dez a treze minutos depois, o processo está concluído e para automaticamente.

l)

Abrir a tampa da câmara de reação depois de se verificar que a câmara está vazia. Se houver espuma ou restos do fluido de digestão na câmara, repetir o processo em conformidade com o ponto V.

a)

Retirar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri.

b)

Examinar o filtro de membrana utilizando um (estéreo)microscópio ou triquinoscópio.

a)

Sempre que o resultado seja positivo, encher a câmara de reação do misturador até 2/3 com água a ferver. Verter água da torneira para dentro da câmara de líquidos de ligação até estar coberto o sensor de nível inferior. Realiza-se, então, a limpeza automática. Descontaminar o suporte do filtro, bem com o equipamento restante, por exemplo através de um tratamento com formol.

b)

No fim de cada dia de trabalho, encher a câmara de líquidos do misturador com água e proceder a um programa normalizado.

a)

Fechar a válvula do fundo por baixo da câmara de reação;

b)

Retirar o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

c)

Colocar um novo filtro de membrana no suporte do filtro e montar o suporte do filtro;

d)

Verter água para dentro da câmara de líquidos do misturador até estar coberto o sensor de nível inferior;

e)

Efetuar o ciclo de limpeza automática;

f)

Depois de concluído o ciclo de limpeza, abrir a tampa da câmara de reação e verificar se há restos de líquido;

g)

Se a câmara estiver vazia, remover o suporte do filtro e transferir o filtro de membrana, com uma pinça, para uma lâmina de microscópio ou uma placa de Petri;

h)

Examinar os dois filtros de membrana, tal como descrito no ponto II. Se os filtros não puderem ser examinados, repetir todo o processo de digestão com um período de digestão mais longo, em conformidade com o ponto I.

a)

Uma faca ou tesoura e pinças para a cortar as amostras.

b)

Tabuleiros divididos em 50 quadrados, podendo cada um conter amostras de carne de cerca de 2 g, ou outros instrumentos que deem garantias equivalentes no tocante à rastreabilidade das amostras.

c)

Um misturador dotado de uma lâmina trituradora afiada. Caso as amostras sejam maiores do que 3 g, deverá utilizar-se um triturador com orifícios de 2 a 4 mm ou tesouras. No caso de carne ou língua congeladas (após remoção da camada superficial, que não pode ser digerida), é necessário um triturador e o tamanho da amostra será aumentado consideravelmente.

d)

Agitadores magnéticos, munidos de placa de aquecimento termostaticamente controlada e de varetas revestidas de teflon com um comprimento de, aproximadamente, 5 cm.

e)

Copos em vidro com uma capacidade de três litros.

f)

Peneiras, dimensão da malha de 180 mícrones, diâmetro exterior de 11 cm, com malha em aço inoxidável.

g)

Aparelho de filtragem em aço para filtros de malha de 20 μm com um funil de aço.

h)

Bomba de vácuo.

i)

Depósitos de metal ou de plástico com uma capacidade de 10 a 15 litros para recolher os fluidos de digestão.

j)

Um agitador rotativo tridimensional.

k)

Folha de alumínio.

l)

Ácido clorídrico a 25 %.

m)

Pepsina em concentração: 1:10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1:12 500 BP (British Pharmacopoeia) e a 2 000 FIP (Fédération internationale de pharmacie), ou pepsina líquida estabilizada com, pelo menos, 660 unidades da Farmacopeia Europeia/ml.

n)

Água da torneira aquecida de 46° a 48°C.

o)

Uma balança com uma precisão de 0,1 g.

p)

Pipetas de diferentes tamanhos (1, 10 e 25 ml), micropipetas de acordo com as instruções do fabricante dos testes da aglutinação em látex e suportes de pipetas.

q)

Filtros de malha de nylon de 20 mícrones com um diâmetro adaptado ao sistema de filtração.

r)

Fórceps de plástico ou aço de 10 a 15 cm.

s)

Frascos cónicos de 15 ml.

t)

Um almofariz com uma ponta cónica em aço ou teflon adaptado aos frascos cónicos.

u)

Um termómetro com uma precisão de 0,5°C na gama de 1° a 100°C.

v)

Cartões de aglutinação em látex do kit de ensaio Trichin-L, Antigen, validado com o código n.o EURLP_D_001/2011.

w)

Tampão com conservante (solvente para amostras) kit de ensaio Trichin-L, Antigen, validado com o código n.o EURLP_D_001/2011.

x)

Tampão completado com conservante (controlo negativo) do kit de ensaio Trichin-L, Antigen, validado com o código n.o EURLP_D_001/2011.

y)

Tampão completado com antigénios de Trichinella spiralis e conservante (controlo positivo) do kit de ensaio Trichin-L, Antigen, validado com o código n.o EURLP_D_001/2011.

z)

Tampão com partículas de poliestireno revestidas com anticorpos completado com conservante (esferas de látex) do kit de ensaio Trichin-L, Antigen, validado com o código n.o EURLP_D_001/2011.

aa)

Bastões descartáveis.

a)

adicionar 16 ± 0,5 ml de ácido clorídrico a 25 % (0,2 % final) para dentro de um copo de 3 litros contendo 2,0 litros ± 200 ml de água da torneira, pré-aquecida a 46°-48°C; colocar uma vareta agitadora no copo, colocar o copo na placa pré-aquecida e iniciar o processo de agitação;

b)

adicionar 10 ± 1 g de pepsina em pó (ou 30 ± 3 ml de pepsina líquida);

c)

triturar no misturador 100-115 g de amostras colhidas de acordo com as indicações previstas no ponto 2, com 150 ml ± 15 ml de tampão de digestão pré-aquecido;

d)

transferir a carne triturada para o copo de três litros que contém a água, pepsina e ácido clorídrico;

e)

mergulhar várias vezes o dispositivo de triturar do misturador no fluido de digestão que se encontra no copo e enxaguar a taça do misturador com uma pequena quantidade do fluido de digestão para remover eventuais pedaços de carne que ainda aí se encontrem;

f)

cobrir o copo com folha de alumínio;

g)

regular o agitador magnético de forma a que possa manter durante todo o período de funcionamento uma temperatura constante de 44° a 46°C. No decurso do processo de agitação, o fluido de digestão deve rodar a uma velocidade suficientemente elevada para formar um profundo turbilhão sem provocar salpicos;

h)

o fluido de digestão é agitado até que as partículas de carne desapareçam (cerca de 30 minutos). O agitador é, então, desligado e o fluido de digestão é filtrado através da peneira para o funil de sedimentação. Podem ser necessários períodos de digestão mais longos (não superiores a 60 minutos) na transformação de determinados tipos de carne (língua, caça, etc.);

i)

considera-se que o processo de digestão é satisfatório quando não permanecer na peneira mais de 5 % do peso inicial da amostra;

j)

coloca-se o filtro de malha de nylon de 20 mícrones no suporte de filtragem. Fixa-se o funil cónico de filtragem em aço ao suporte com o sistema de fecho e coloca-se a peneira em aço com malha de 180 mícrones no funil. Liga-se a bomba de vácuo ao suporte de filtragem e ao depósito de metal ou plástico para recolher o fluido de digestão;

k)

parar de agitar e verter o fluído de digestão no funil de filtragem através da peneira. Lavar o copo com cerca de 250 ml de água quente. Verter o líquido de lavagem na rampa de filtragem após o fluído de digestão ter sido filtrado com êxito;

l)

com o fórceps, retirar a membrana de filtragem segurando-a por uma ponta. Dobrar a membrana de filtragem em quatro, pelo menos, e colocá-la no frasco cónico de 15 ml; a escolha do frasco cónico deve ser adaptada à haste de ponta cónica;

m)

empurrar a membrana de filtragem até ao fundo do frasco cónico de 15 ml com o auxílio da haste e pressionar vigorosamente com cerca de 20 movimentos sucessivos de vaivém com a haste que deve estar posicionada no interior da dobra da membrana de filtragem, de acordo com as instruções do fabricante;

n)

adicionar 0,5 ml ± 0,01 ml de solvente para amostras no frasco cónico de 15 ml com uma pipeta e a membrana de filtragem é homogeneizada com a haste fazendo movimentos sucessivos de vaivém de baixa amplitude durante cerca de 30 segundos, evitando movimentos bruscos para limitar salpicos de líquido, de acordo com as instruções do fabricante;

o)

cada amostra, o controlo negativo e o controlo positivo são dispersados em diferentes campos do cartão de aglutinação com recurso a pipeta, de acordo com as instruções do fabricante;

p)

são adicionadas as esferas de látex a cada campo do cartão de aglutinação com recurso a pipeta, de acordo com as instruções do fabricante, impedindo que entrem em contacto com as amostras e os controlos. Em cada campo, as esferas de látex são então suavemente misturadas com um bastão descartável até que o líquido homogéneo cubra todo o campo;

q)

o cartão de aglutinação é colocado no agitador rotativo tridimensional e agitado durante 10 ± 1 minutos, de acordo com as instruções do fabricante;

r)

após o período estabelecido pelas instruções do fabricante, interrompe-se a agitação e coloca-se o cartão de aglutinação numa superfície plana, lendo-se imediatamente os resultados da reação, de acordo com as instruções do fabricante. No caso de uma amostra positiva, têm de aparecer agregados de esferas. No caso de uma amostra negativa, a suspensão permanece homogénea sem agregados de esferas.

a)

As carnes recebidas já congeladas devem ser mantidas nesse estado.

b)

A instalação técnica e a alimentação em energia da câmara frigorífica devem ser tais que a temperatura exigida possa ser atingida muito rapidamente e mantida em todas as partes da câmara e da carne.

c)

Todas as embalagens isoladoras devem ser retiradas antes da congelação, exceto no que se refere à carne que, por ocasião da introdução na câmara frigorífica, tenha já atingido, em todas as suas partes, a temperatura exigida ou carne embalada de forma a que a embalagem não a impeça de alcançar a temperatura exigida no tempo especificado.

d)

As remessas devem ser conservadas separadamente na câmara frigorífica e fechadas à chave.

e)

Para cada remessa, o dia e a hora da introdução na câmara frigorífica devem ser registados.

f)

A temperatura na câmara frigorífica deve ser de, pelo menos, – 25°C. Deve ser medida por aparelhos de medição termoelétrica calibrados e constantemente registada. Não deve ser medida diretamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados relevantes do registo da inspeção de carnes aquando da importação, assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação.

g)

As carnes cujo diâmetro ou espessura é igual ou inferior a 25 cm devem ser congeladas, sem interrupção, durante 240 horas, pelo menos, e aquelas cujo diâmetro ou espessura está compreendido entre 25 cm e 50 cm durante 480 horas pelo menos. As carnes cujo diâmetro ou espessura é superior a estas dimensões não devem ser submetidas a este processo de congelação. A duração da congelação calcula-se a partir do momento em que a temperatura indicada na alínea f) é atingida na câmara de congelação.

a)

As carnes cujo diâmetro ou espessura é igual ou inferior a 15 cm devem ser congeladas numa das seguintes condições combinadas de tempo e temperatura:

b)

As carnes cujo diâmetro ou espessura estejam compreendidos entre 15 cm e 50 cm devem ser congeladas numa das seguintes condições combinadas de tempo e temperatura:

A temperatura na câmara frigorífica não deve exceder o nível da temperatura de inativação selecionada. Deve ser medida por aparelhos de medição termoelétrica calibrados e constantemente registada. Não deve ser medida diretamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados relevantes do registo da inspeção de carnes aquando da importação assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação.

Sempre que se utilizem túneis de congelação e os processos descritos nos pontos A e B não sejam respeitados rigorosamente, o operador da empresa do setor alimentar deve poder provar à autoridade competente que o método alternativo é eficaz na destruição das triquinas na carne de suíno.

a)

Devem ser observadas as disposições gerais constantes das alíneas a) a e) do ponto A (método 1) e respeitadas as seguintes combinações de tempo e de temperatura:

b)

A temperatura deve ser medida por aparelhos de medição termoelétrica calibrados e constantemente registada. A sonda do termómetro deve ser colocada no centro de uma peça de carne de dimensão não inferior à da peça de carne mais espessa a congelar. Esta peça de carne deve ser colocada no sítio menos favorável da câmara frigorífica, que não esteja próximo do dispositivo de refrigeração, nem diretamente na corrente de ar frio. Os aparelhos de medição devem ser guardados em local fechado à chave. Os gráficos de temperatura devem incluir os dados do registo da inspeção de carnes aquando da importação assim como do dia e da hora do início e do fim da congelação e ser conservados um ano após a sua compilação.

a)

Colher amostras de, pelo menos, 10 g do músculo da língua ou dos músculos mastigadores dos equídeos e do antebraço, da língua ou do diafragma dos javalis selvagens;

b)

Na ausência destes músculos dos equídeos, deve ser colhida uma amostra maior de um pilar do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte tendinosa. O músculo deve estar isento de tecido conjuntivo e de gordura;

c)

Pelo menos 5 g de amostra devem ser digeridos de acordo com o método de deteção de referência descrito no capítulo I ou com um método equivalente descrito no capítulo II. Para cada digestão, o peso total de músculo examinado não deve exceder 100 g, no caso do método descrito no capítulo I e dos métodos A e B descritos no capítulo II, e 35 g, no caso do método C descrito do capítulo II;

d)

Em caso de resultado positivo, deve conservar-se uma amostra adicional de 50 g para um exame independente posterior;

e)

Sem prejuízo das normas de proteção de espécies animais e com exceção dos javalis selvagens, toda a carne de animais de caça, tais como ursos, mamíferos carnívoros (incluindo mamíferos marinhos) e répteis deve ser testada mediante a colheita de 10 g de tecido muscular dos locais de predileção ou de quantidades maiores, caso estes locais não se encontrem disponíveis. Os locais de predileção são:

f)

O período de digestão deve ser suficiente para assegurar uma digestão adequada do tecido destes animais mas não deve exceder 60 minutos.

A.

Os operadores de empresas do setor alimentar devem, no sentido de obter o reconhecimento oficial de explorações, cumprir os seguintes requisitos:

B.

Os operadores de empresas do setor alimentar responsáveis por explorações oficialmente reconhecidas como aplicando condições de habitação controladas devem informar a autoridade competente sempre que qualquer uma das condições mencionadas no ponto A deixe de ser cumprida ou sempre que se verifique qualquer outra alteração que possa afetar o estatuto da exploração.

C.

As autoridades competentes nos Estados-Membros apenas podem reconhecer uma exploração ou uma categoria de explorações se tiverem verificado o cumprimento dos requisitos previstos no ponto A.

a)

deve ser notificado o número de casos humanos de triquinas (importados e autóctones), incluindo os dados epidemiológicos, de acordo com o disposto na Decisão 2000/96/CE;

b)

deve ser comunicado o número de testes e os resultados respetivos dos testes para deteção de triquinas em suínos domésticos, javalis, cavalos, caça e outros animais sensíveis, de acordo com o anexo IV da Diretiva 2003/99/CE. Os dados sobre suínos domésticos devem, pelo menos, fornecer informações específicas relacionadas com: