DIRECTIVA DA COMISSÃO de 7 de Junho de 1984 que altera os anexos da Directiva 77/96/CEE do Conselho relativa à pesquisa de triquinas aquando das importações, provenientes de países terceiros, de carne fresca oriunda de animais domésticos da espécie suína

(84/319/CEE)

A COMISSÃO DAS COMUNIDADES EUROPEIAS,

Tendo em conta o Tratado que institui a Comunidade Económica Europeia,

Tendo em conta a Directiva 77/96/CEE do Conselho de 21 de Diciembro de 1976, relativa à pesquisa de triquinas aquando das importações, provenientes de países terceiros, de carne fresca oriunda de animais domésticos da espécie suína (1), com a última redacção que lhe foi dada pela Directiva 83/91/CEE (2) e, nomeadamente, o seu artigo 8o,

Considerando que os estudos recentemente efectuados permitiram o ajustamento de certos métodos de pesquisa de triquinas na carne des uínos: que estes métodos oferecem garantias sanitárias equivalentes às dadas pelos métodos existentes; que é conveniente, por isso, completar o Anexo I da Directiva 77/96/CEE;

Considerando que, com vista a facilitar a execução da pesquisa, se torna necessário permitir aos países terceiros e aos Estados-membros escolher entre os métodos de pesquisa previstos;

Considerando que certas adaptações de ordem técnica devem ser introduzidas nos métodos de pesquisa das triquinas actualmente aplicados e no que diz respeito às condições que os laboratórios de rastreio de triquinas devem satisfazer;

Considerando que as medidas previstas pela presente Directiva estão de acordo com o parecer do Comité Veterinário Permanente,

ADOPTOU A PRESENTE DIRECTIVA:

Artigo 1o

A Directiva 77/96/CEE é alterada nos termos do anexo.

Artigo 2o

Os Estados-membros porão em vigor as disposições legislativas, regulamentares e administrativas necessárias para darem cumprimento à presente Directiva o mais tardar no dia 1 de Janeiro de 1985. Deste facto informarão imediatamente a Comissão.

Artigo 3o

Os Estados-membros são destinatários da presente Directiva.

Feito em Bruxelas em 7 de Junho de 1984.

Pela Comissão

Poul DALSAGER

Membro da Comissão

(1) JO no L 26 de 31. 1. 1977, p. 67.(2) JO no L 59 de 5. 3. 1983, p. 34.

ANEXO

A. O Anexo I é modificado como se segue.

1. No ponto II, alínea a):

- el décimo travessão é substituído pelo travessão seguinte:

«- estereomicroscopio (ampliação 15 a 40 vezes) munido de iluminação apropriada».

- o último travessão é substituído pelo travessão seguinte:

«- líquido de digestão composto como se segue: 10 g de pepsina [80 U/g FIF (Federação Internacional de Farmácia)], 5 ml de HCl (37 % pelo menos), completado a um litro com água corrente».

2. O texto no ponto III passa a ter a seguinte redacção:

«III. MÉTODO DA DIGESTAO ARTIFICIAL DE AMOSTRAS COLECTIVAS

a) Utensílios e reagentes:

- uma faca e pinças para a recolha de amostras,

- um picador de carne cujos furos deverão ter um diâmetro compreendido entre 2 e 3 mm,

- um Erlenmeyer de 3 l munido de uma rolha de borracha ou de pasta de algodão,

- um funil cónico de separação com 2 000 ml de capacidade,

- um suporte normal de pé em A com 28 cm de comprimento, munido de um pé de 80 cm,

- um anel de 10 a 11 cm que possa ser fixado ao suporte,

- uma pinça de ponto plana (23/40 mm) que possa presa ao suporte por meio de uma braçadeira dupla.

- uma peneira (dimensão da malha: 117 µ) com diâmetro exterior de 11 cm munida de uma cercadura em latão ou em aço inoxidável,

- um funil com diâmetro interno de pelo menos 12 cm,

- provetas graduadas de 100 ml,

- um estereomicroscopio (ampliação 15 a 40 vezes) dispondo de iluminação apropriada, ou um triquinoscópio munido de uma mesa horizontal para o compressor, dispondo de iluminação apropriada,

- no caso de se usar o triquinoscópio: uma bacia para a contagem das larvas que pode ser descrita do seguinte modo:

uma bacia formada por placas acrílicas com 3 mm de espessura e com as seguintes características:

i) Fundo da bacia: 180 × 40 mm, dividido em compartimentos;

ii) Placas laterais: 230 × 20 mm;

iii) Placas frontais: 40 × 20 mm.

O fundo e as placas frontais devem ser fixadas entre as placas laterais de modo a formar uma bacia munida de 2 pequenas pegas nas duas extremidades. A parte superior do fundo deverá estar elevada 7 a 9 mm em relação à base da moldura formada pelas placas laterais e frontais. As placas devem estar fixadas por meio de uma cola apropriada ao material:

- em caso de utilização do estereomicroscópio, uma série de caixas de Petri de 9 cm de diâmetro com fundo dividido em quadrados de exame de 10 × 10 mm por meio de um instrumento pontiagudo,

- vários caixotes de lixo de 10 l a utilizar aquando da descontaminação da aparelhagem por um tratamento por formol, e para o suco digestivo restante em caso de resultado positivo,

- de ácido clorídrico concentrado (37 %),

- pepsina em concentração: 1: 10 000 NF (Formulário Nacional dos EUA),

que correspondem a 1: 12 500 BP (Farmacopeia Britânica), que correspondem a 2 000 FIF (Federação International de Farmácia),

- um número de tabuleiros que possam conter 50 amostras de cerca de 2 g cada,

- um balança com precisão de 0,1 g;

b) Recolha das amostras:

1. Quando as carcaças estão inteiras, recolher uma amostra de 2 g, aproximadamente, de uma prega do diafragma, na zona de transição entre a parte muscular e a parte dos tendões; se não houver prega do diafragma, recolher a mesma quantidade da parte do diafragma situada perto das costelas ou do esterno ou da musculatura da língua ou dos músculos mastigadores, ou ainda da musculatura abdominal.

2. Para os bocados de carne, recolher uma amostra de 2 g aproximadamente, dos músculos esqueléticos, que contenham pouca gordura, e na medida do possível, perto dos ossos ou dos tendões.

c) Método:

1. i) Grupos completos de amostras (100 de uma vez)

Uma amostra de 1 g aproximadamente é retirada de cada uma das 100 amostras individuais provenientes dos porcos. A amostra colectiva é passada uma vez pelo picador.

A carne picada é colocada no Erlenmeyer de 3 litros juntamente com 7 g de pepsina, e coberta com 2 l de água quente da torneira, a uma temperatura aproximada de 40 a 41 °C, e de 25 ml de ácido clorídrico concentrado. Agitar a mistura, para dissolver a pepsina.

O pH da solução é então de cerca de 1,5 a 2:

- para a digestão, o Erlenmeyer é colocado numa estufa a uma temperatura de 40 a 41 ° C durante cerca de 4 horas. Durante este tempo, é agitado regularmente, duas vezes por hora, pelo menos,

- a solução digerida é filtrada por meio de uma peneira através do funil cónico de separação de 2 l e deixada em repouso no suporte durante pelo menos uma hora,

- um volume total de aproximadamente 45 ml é transferido para uma proveta graduada e distribuído por três caixas de petri, cujo fundo está dividido em quadrados, à razão de 15 ml por caixa,

- cada caixa de Petri é examinada minuciosamente ao estereomicroscópio a fim de descobrir as larvas,

- em caso de utilização de bacias para a contagem de larvas, os 45 ml são repartidos por duas bacias e examinados ao triquinoscópio.

As larvas aparecem no depósito como organismos identificáveis e, se a água estiver tépida, observar-se-ao frequentemente os enrolamentos e desenrolamentos da espiral,

- os líquidos de digestão devem ser exeminados logo que estejam prontos. Em caso algum, se deverá adiar o exame para o dia seguinte.

Se os líquidos da digestão estiverem insuficientemente transparentes ou se não forem examinados num prazo de 30 minutos a seguir à sua preparação, deverão ser aclarados do seguinte modo: deitar a amostra final de 45 ml numa proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. No fim deste tempo, retirar 30 ml do líquido flutuante por aspiração e juntar aos 15 ml restantes água da torneira até obter um volume total de 45 ml. Depois de um novo período de repouso de 10 minutos, retirar 30 ml do líquido flutuante por aspiração, deitar os 15 ml restantes numa caixa de Petri ou numa bacia para a contagem das larvas, para se proceder ao exame. Lavar a proveta graduada com 10 ml de água da torneira; juntar o líquido obtido à amostra na caixa de Petri ou na bacia para a contagem das larvas e examinar.

ii) Grupos de menos de 100 amostras

Um número máximo de 15 amostras individuais pode ser junto a um grupo completo de 100 amostras para ser examinado juntamente com estas últimas. Se o número de amostras para análise for superior a 15 e inferior a 100, o líquido de digestão deve ser reduzido proporcionalmente.

2. Em caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida de cada porco uma amostra de 20 g, de acordo com as indicações previstas na alínea b) atrás mencionada. As amostras de 20 g provenientes de 5 porcos devem ser reunidas e examinadas segundo o método atás descrito. Deste modo serão examinadas amostras de 20 grupos de 5 porcos. Se forem detectadas triquinas num grupo de amostras de 5 porcos, deverão ser retiradas amostras de 20 g de cada animal que pertença a este grupo e examinadas segundo o método atrás descrito.»

3. São aditados os pontos IV, V e VI seguintes:

«IV. MÉTODO DA DIGESTAO DE AMOSTRAS COLECTIVAS COM ASSISTÊNCIA MECÂNICO/TÉCNICA DA SEDIMENTAÇÃO

a) Utensílios e reagentes:

- uma faca ou tesouras para cortar as amostras,

- tabuleiros devididos em 50 quadrados contendo cada um amostras de carne de cerca de 2 g,

- um Stomacher Lab-blender 3 500, modelo Thermo,

- sacos de plástico adaptados ao Stomacher Lab-blender,

- ampolas de decantação cónicas com capacidade para 2 l de preferência munidas de torneiras de segurança em Teflon,

- suportes com aneis e fixações,

- peneiras dimensão da malha 177 µ, diâmetro exterior de 11 cm, providas de uma cercadura em aço inoxidável,

- Funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm, destinados a receber as peneiras,

- Provetas graduadas de 100 ml,

- um doseador de 25 ml,

- medidas de 3 l de capacidade,

- uma colher por uma vareta de vidro para agitar o líquido de digestão na medida,

- uma seringa em plástico e um tubo de aspiração,

- uma colher graduada de 6 g,

- um termómetro com uma precisiõ de ± 0,5 ° C que vai de 1 a 100 ° C,

- um vibrador, por exemplo uma máquina de barbear eléctrica sem cabeça,

- um interruptor que acenda e apague de minuto a minuto,

- um triquinoscópio provido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscopio com iluminação apropriada,

- uma bacia para a contagem de larvas (em caso de utilização de um triquinoscópio).

A bacia deve ser formada por placas acrílicas com 3 mm de espessura e deve ter as seguintes características:

i) Fundo da bacia: 180 × 40 mm, devidido em quadrados;

ii) Placas laterais: 230 × 20 mm;

iii) Placas frontais: 40 × 20 mm.

O fundo e as placas frontais devem ser fixados entre as placas laterais de modo a formar duas pequenas pegas nas duas extremidades. A parte superior do fundo deve estar elevada 7 a 9 mm em relação à base da moldura formada pelas placas laterais e frontais. Fixar as placas por meio de uma cola própria para o material:

- em caso de utilização do estereomicroscópio, um determinado número de caixas de Petri com 9 cm de diâmetreo, cujo fundo tenha sido dividido em quadrados de 10 × 10 mm por meio de um instrumento pontiagudo,

- solução de ácido clorídrico a 17,5 %,

- pepsina em concentração: 1: 10 000 NF (US National Formulary) correspondendo a 1: 12 500 BP (British Pharmacopoea), correspondendo a 2000 FIF (Federação Internacional de Farmácia),

- vários caixotes do lixo de 10 l a usar aquando da descontaminação da aparelhagem por tratamento com formol, e para o suco digestivo restante em caso de resultado positivo,

- uma balança com uma precisão de 0,1 g;

b) Colheita das amostras:

1. Quando as carcaças estão inteiras, colher uma amostra de aproximadamente 2 g de uma das pregas do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte de tendões; se não houver prega do diafragma, colher a mesma quantidade sobre a parte do diafragma situada junto às costelas ou do esterno ou sobre os músculos mastigadores ou ainda sobre a musculatura abdominal.

2. Para os bocados de carne, colher uma amostra de 2 g aproximadamente dos músculos esqueléticos, que contenham pouca gordura e, na medida do possível, junto aos ossos ou aos tendões.

c) Método:

1. Processo de digestão:

i) Grupos completos de amostras (100 de cada vez)

- colocar um saco duplo de plástico no Stomacher Lab-blender 3 500 e regular a temperatura para 40 a 41 ° C,

- deitar um litro e meio de água aquecida a uma temperatura de 32 a 35 ° C no saco interior e levar a a uma temperatura de 40 a 41 ° C,

- pôr no saco 25 ml da solução de ácido clorídrico a 17,5 %,

- juntar em seguida 100 amostras de 1 g cada uma (de 25 a 30 ° C) colhidas de cada uma das amostras individuais de acordo com o processo referido na alínea b),

- juntar finalmente 6 g de pepsina. Respeitar escrupulosamente as operações a fim de evitar a decomposição da pepsina,

- triturar no Stomacher durante 25 minutos,

- tirar o saco de plástico do Stomacher, filtrar o líquido da digestão por meio da peneira e deixar escorrer para uma medida de 3 l,

- lavar o saco de plástico com cerca de 100 ml de água, que são em seguida utilizados para enxaguar a peneira e acrescentados ao filtrado contido na medida.

Podem ser acrescentados a um grupo completo de 100 amostras, um número máximo de 15 amostras individuais, para serem, examinadas ao mesmo tempo que aquelas.

ii) Grupos de menos de 100 amostras:

- colocar um saco duplo de plástico no Stomacher Lab-blender 3 500 e regular a temperatura para 40 a 41 ° C,

- preparar um líquido de digestão misturando cerca de um litro e meio de água e 25 ml de ácido clorídrico a 17,5 %. Juntar 6 g de pepsina e misturar tudo a uma temperatura de 40 a 41 ° C. Respeitar escrupulosamente a ordem das operações a fim de evitar a decomposição da pepsina,

- determinar um volume de líquido de digestão correspondendo a 15 ml por g de amostra (assim, para 30 amostras, será preciso colher 30 × 15 ml = 450 ml) e transferi-lo para o saco de plástico interior ao mesmo tempo que as amostras de carne de cerca de 1 g (a 25 a 30 ° C) colhidas de cada uma das amostras individuais de acordo com o processo referido na alínea b),

- deitar água a uma temperatura de cerca de 41 ° C no saco exterior até obter um volume total nos dois sacos de um litro e meio,

- triturar no Stomacher durante 25 minutos,

- tirar o saco de plástico do Stomacher, filtrar o líquido de digestão por meio de uma peneira e deixar escorrer para a medida de 3 l,

- lavar o saco de plástico com cerca de 100 ml de água, que são em seguida utilizados para enxaguar a peneira e acrescentados ao filtrado contido na medida.

2. Isolamento das larvas por sedimentação:

- juntar ao líquido de digestão 300 a 400 g de gelo em palhetas ou de gelo picado para se obter um volume de cerca de 2 l. Agitar até se dissolver o gelo. No caso de grupos mais pequenos [ver alínea ii)] a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade,

- transferir o líquido de digestão arrefecido para uma ampola de decantação de 2 l munido de um vibrador fixado por uma pinça suplementar,

- para a sedimentação, deixar o líquido na ampola de decantação durante 30 minutos alternando um minuto de vibração e um minuto de repouso,

- depois de 30 minutos, introduzir rapidamente 60 ml de sedimento numa proveta graduada de 100 ml. (Depois da utilização, enxaguar o funil com uma solução detergente),

- deixar repousar a amostra de pelo menos 60 ml, colher o líquido flutuante por aspiração até ficar na proveta um volume de 15 ml que será examinado para a detecção da presença de larvas,

- para a aspiração, utilizar uma seringa de plástico não recuperável, munida de um tubo de plástico.

O comprimento deste deverá ser tal que fiquem 15 ml de líquido na proveta graduada quando a parte superior da seringa se encontrar ao nível do bordo do cilindro:

- introduzir os restantes 15 ml numa proveta para a contagem das larvas ou em duas caixas de Petri e examiná-los ao triquinoscópio ou ao estereoscópio,

- Os líquidos da digestão devem ser examinados logo que estejam prontos. Em caso algum, o exame poderá ser adiado para o dia seguinte.

Se os líquidos da digestão forem insuficientemente transparentes ou se não forem examinados num prazo de 30 minutos a seguir à sua preparação, deverão ser aclarados do seguinte modo: deitar a amostra final de 60 ml numa proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. No final deste período, colher 45 ml do líquido flutuante por aspiração e juntar aos 15 ml restantes, água da torneira até se obter um volume total de 45 ml. Depois de um novo período de repouso de 10 minutos, colher 30 ml do líquido flutuante por aspiração, deitar os 15 ml restantes numa caixa de Petri ou numa bacia para a contagem das larvas a examinar. Lavar a proveta graduada com 10 ml de água da torneira; juntar o líquido obtido à amostra na caixa de Petri ou na bacia para a contagem de larvas a examinar.

3. Em caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g de cada porco de acordo com as indicações referidas na alínea b) atrás mencionada. As amostras de 20 g provenientes de 5 porcos devem ser reunidas e examinadas segundo o método atrás descrito. Deste modo, serão examinadas amostras de 20 grupos de 5 porcos. Se forem detectadas triquinas num grupo de amostras de 5 porcos, devem ser colhidas amostras de 20 g de cada animal que pertença a este grupo e examinadas segundo método atrás descrito.

V. MÉTODO DA DIGESTAO DE AMOSTRAS COLECTIVAS COM ASSISTÊNCIA MECÂNICO/TÉCNICA DO ISOLAMENTO POR FILTRAGEM

a) Utensílios e reagentes:

Os mesmos da alínea a) do método IV, mais:

- um funil Gelman de um litro com suporte para filtro (diâmetro do suporte: 45 mm),

- discos filtrantes compostos de:

Uma rede redonda em aço inoxidável, dimensão da malha de 35 µ, diâmetro do disco: 45 mm;

Dois aneis de borracha com 1 mm de espessura: diâmetro exterior: 45 mm, diâmetro interno: 38 mm.

A rede deve ser colocada entre os dois aneis e fixada por meio de uma cola de dois componentes adequada aos dois materiais:

- um Erlenmeyer de 3 l munido de um tubo lateral para aspiração,

- uma trompa de água,

- sacos de plástico com pelo menos 80 ml de capacidade,

- um fecha sacos,

- Rennilase, 1: 150 000 unidades Soxlet por g.

b) Colheita das amostras:

Ver alínea b) do método IV.

c) Método:

1. Processo de digestão:

i) Grupos completos de amostras (100 de cada vez):

Ver alínea c), ponto 1, sub-alínea i) do Título IV;

ii) Grupos de menos de 100 amostras:

Ver alínea c), ponto 1, sub-alínea ii) do Título IV.

2. Isolamento das larvas por filtragem:

- juntar ao líquido de digestão 300 a 400 g de gelo em palhetas ou gelo picado para obter um volume de cerca de 2 l. No caso de grupos mais pequenos, a quantidade de gelo deve ser reduzida em conformidade,

- agitar o líquido de digestão até o gelo se dissolver. Deixar repousar o líquido de digestão, arrefecido durante 3 minutos pelo menos, para que as larvas se possam enrolar,

- montar o funil Gelman, munido de um suporte para filtro, no qual se encontre um disco filtrante, num Erlenmeyer ligado a uma trompa de água,

- introduzir o líquido de digestão no funil Gelman e filtrar. Quase no final, a passagem do líquido através do filtro pode ser acelerada procedendo-se a uma aspiração por meio da trompa de água. Terminar a aspiração antes que o filtro seque, quer dizer, quando ficarem no funil 2 a 5 ml de líquido,

- depois da filtragem de todo o líquido de digestão, retirar o disco filtrante e colocá-lo num saco de plástico de 80 ml acrescentando 15 a 20 ml de solução de renilase. Para se obter a solução de renilase, introduz-se 2 g de renilase em 100 ml de água da torneira,

- fechar o saco de plástico com soldagem dupla e colocá-lo no Stomacher entre o saco interior e o exterior,

- triturar no Stomacher durante 3 minutos, por exemplo, enquanto o aparelho é utilizado para a análise de um grupo completo ou incompleto de amostras,

- passados 3 minutos, tirar do Stomacher o saco de plástico que contém o disco filtrante e a solução de renilase e abri-lo por meio de tesouras. Pôr o líquido numa bacia para a contagem das larvas ou numa caixa de Petri. Lavar o saco com 5 a 10 ml de água, que são em seguida introduzidos na bacia para fazer a triquinoscopia ou numa caixa de Petri para o exame no esteromicroscópio,

- os líquidos da digestão devem ser examinados logo que estejam prontos. Em caso algum, o exame deve ser adiado para o dia seguinte.

Nota

Não utilizar nunca discos filtrantes que não estejam perfeitamente limpos. Nunca secar os discos filtrantes se não estiverem limpos.

Para limpar os discos, é necessário deixá-los numa solução de renilase durante a noite. Antes de serem utilizados devem ser lavados no Stomacher com uma solução de renilase.

3. Em caso de resultado positivo ou duvidoso do exame de uma amostra colectiva, deve ser colhida uma amostra de 20 g de cada porco, de acordo com as indicações referidas na alínea b) acima mencionada. As amostras de 20 g provenientes de 5 porcos devem ser reunidas e examinadas segundo o método acima descrito. Deste modo, serão examinadas amostras de 20 grupos de 5 porcos. Se as triquinas forem detectadas num grupo de amostras de 5 porcos, as amostras de 20 g deverão ser colhidas em cada animal que pertença a este grupo e examinadas segundo o método atrás descrito.

VI. MÉTODO DE LA DIGESTAO DE AMOSTRAS COLECTIVAS UTILIZANDO UM AGITADOR MAGNÉTICO

a) Utensílios e reagentes:

- uma faca e pinças para a colheita das amostras,

- tabuleiros divididos em 50 quadrados para conterem, cada um, amostras de carne de cerca de 20 g cada,

- um moinho,

- um agitador magnético munido de uma placa que pode aquecer a uma temperatura controlada e uma barra magnética (recoberta de Teflon) de cerca de 5 cm,

- ampolas de decantação cónicas com 2 l de capacidade,

- Suportes com aneis de fixações,

- peneiras, dimensão da malha 177 µ, com diâmetro exterior de 11 cm, munidas de cercadura em aço inoxidável,

- funis com diâmetro interno de pelo menos 12 cm destinados a receber a peneira,

- um medida de 3 l,

- Provetas graduadas com 50 ml de capacidade aproximada ou tubos de centrifugação,

- um triquinoscópio munido de uma mesa horizontal ou um estereomicroscópio com iluminação adequada,

- uma bacia para a contagem de larvas (no caso de se utilizar um triquinoscópio).

A bacia deve ser formada por placas acrílicas de 3 mm de espessura e devem ter as seguintes características:

i) Fundo da bacia: 180 × 40 mm, dividido em quadrados;

ii) Placas laterais: 230 × 20 mm;

iii) Placas fronais: 40 × 20 mm.

O fundo e as placas frontais devem estar fixas entre as placas laterais de maneira a formar duas pequenas pegas nas duas extremidades. A parte superior do fundo deve encontrar-se elevada 7 a 9 mm em relação à base da moldura formada pelas placas laterais e frontais.

Fixar as placas com cola adequada ao material:

- várias caixas de Petri (em caso de ser utilizar um estereomicroscópio cujo fundo tenha sido dividido em quadrados 10 × 10 mm feitos com ajuda de um instrumento pontiagudo),

- uma folha de alumínio,

- ácido clorídrico a 25 %,

- pepsina em concentração: 1: 10 000 NF (US National Formulary),

correspondendo a 1: 12 500 BP (British Pharmacopoea),

correspondendo a 2 000 FIF (Federação Internacional de Farmácia).

- água da torneira aquecida de 46 a 48 ° C,

- vários caixotes de lixo de 10 l a utilizar aquando da descontaminação da aparelhagem por um tratamento de formol, e para o suco digestivo restante em caso de resultado positivo,

- uma balança com 0,1 g de precisão;

b) Colheita das amostras:

1. Quando as carcaças estão inteiras, colher uma amostra de 2 g aproximadamente numa das pregas do diafragma na zona de transição entre a parte muscular e a parte dos tendões; se não houver prega do diafragma, colher a mesma quantidade da parte do diafragma situada perto das costelas ou do esterno ou dos músculos mastigadores ou ainda da musculatura abdominal.

2. Para os bocados de carne, colher uma amostra de 2 g aproximadamente nos músculos esqueléticos que tenham pouca gordura e, na medida da possível, perto dos ossos ou dos tendões.

c) Método:

1. i) Grupos completos de amostras (100 de cada vez):

- triturar no moinho 100 amostras de cerca de 1 g, colhidas de cada amostra individual de acordo com as indicações previstas na alínea b). Pôr o aparelho em funcionamento três ou quatro vezes durante um segundo,

- transferir a carne triturada para uma medida de 3 l e salpicá-la com 10 g de pepsina. Introduzir na medida 2 l de água da torneira aquecida de 46 a 48 ° C e juntar 16 ml de ácido clorídrico,

- mergulhar várias vezes o dispositivo de triturar do moinho no líquido de digestão que se encontra na medida para remover as substâncias que se encontrem ainda aí,

- Colocar a barra magnética na medida e cobri-la com uma folha de alumínio,

- colocar a medida na placa pré-aquecida do agitador magnético e pô-lo em funcionamento. Antes de iniciar o processo de agitação, o agitador magnético deve estar regulado de forma a que se possa manter durante o funcionamento uma temperatura constante de 44 a 46 ° C. No decurso do processo de agitação, o líquido de digestão deve rolar a uma velocidade suficientemente elevada para formar um profundo turbilhão central sem provocar salpicos,

- agitar o líquido de digestão durante 30 mn, para o aparelho; filtrar o líquido de digestão através da peneira colocada num funil e recolher o filtrado numa ampola de decantação,

- deixar o líquido na ampola de decantação durante 30 mn,

- depois de 30 mn, transferir rapidamente uma amostra de 40 ml do líquido de digestão para o proveta graduada ou para o tubo de centrifugação,

- deixar repousar a amostra de 40 ml durante 10 minutos e em seguida aspirar 30 ml do líquido flutuante, ficando assim um volume de 10 ml,

- a amostra de 10 ml do sedimento que restou é deitada numa bacia para a contagem de larvas ou numa caixa de Petri,

- enxaguar a proveta graduada ou o tubo de centrifugação com cerca de 10 ml de água da torneira que serão acrescentados à amostra na bacia de contagem das larvas ou na caixa de Petri. Proceder em seguida à observação no triquinoscópio ou ao exame ao estereomicroscópio, segundo o caso,

- os líquidos de digestão devem ser examinados mal estejam prontos. Em caso algum, o exame deverá ser adiado para o dia seguinte.

Se os líquidos de digestão não forem examinados num prazo de 30 minutos a seguir à sua preparação, devem ser aclarados do seguinte modo: deitar a amostra final de cerca de 40 ml numa proveta graduada e deixar sedimentar durante 10 minutos. Terminado este prazo, colher 30 ml do líquido flutuante a fim de obter um volume de 10 ml. Este volume é levado a 40 ml com água da torneira. Depois de um novo período de 10 minutos de repouso, colher 30 ml do líquido flutuante, por aspiração, para obter um volume de 10 ml para ser analisado numa caixa de Petri ou numa bacia para a contagem de larvas. Lavar a proveta graduada com 10 ml de água da torneira e juntar o líquido obtido à amostra que se encontra na caixa de Petri ou na bacia para a contagem das larvas, para ser examinada.

Se o exame mostrar que o sedimento não é claro, dever-se-a deitar a amostra numa proveta graduada e o seu volume deverá ser levado a 40 ml com água da torneira. Seguidamente aplica-se o método já citado;

ii) Grupos com menos de 100 amostras:

Se for caso disso, podem ser acrescentadas 15 amostras de 1 g cada a um grupo de 100 amostras e examinadas ao mesmo tempo que estas últimas, de acordo com o método descrito na alínea c). Devem ser examinadas mais de 15 amostras, enquanto grupo completo. No caso de grupos que vão até 50 amostras, os líquidos de digestão podem ser reduzidos a 1 l.

2. No caso de resultado positivo ou duvidoso do exame, de uma amostra colectiva, deverá ser colhida uma amostra de 20 g de cada porco, de acordo com as indicações referidas na alínea b) atrás mencionada. As amostras de 20 g provenientes de 5 porcos deverão ser reunidas e examinadas de acordo com o método descrito anteriormente. Assim serão examinadas amostras de 20 grupos de 5 porcos. Se forem detectadas triquinas num grupo de amostras de 5 porcos, deverão ser colhidas amostras de 20 g de cada animal que pertença a este grupo e examinadas, segundo o método anteriormente descrito.»

B. O no 1 do Capítulo I do Anexo II é alterado do seguinte modo:

1. A alínea b) passa a ter a seguinte redacção:

«b) de um local de exame suficientemente equipado, que se possa fechar à chave, ocultável no caso de se utilizar um triquinoscópio.»

2. A alínea f) é suprimida; as letras g), h), i), j), k), l), m), n), passam respectivamente a f), g), h), i), j), k), l) e m).

3. A nova letra g) passa a ter a seguinte redacção:

«g) de uma sala de água para a limpeza e desinfecção do material de exame (por exemplo: recipientes para amostras, compressores, facas e tesouras) munido de:

- um revestimento para o chão impermeável e imputrescível, fácil de limpar e desinfectar,

- paredes lisas, cobertas até uma altura de 2 metros, no mínimo, de um revestimento ou pintura lavável e clara.

Esta disposição não é obrigatória em caso de aplicação dos métodos indicados nos títulos II, III, IV, V, VI do anexo I, a não ser que os laboratórios disponham de um grande lava-loiça convenientemente ligado às canalizações.»